Effect of various levels of sucrose, nitrogen salts and temperature on the growth and development of Syringa vulgaris L. shoots in vitro

• Autorzy: Gabryszewska E.

Warianty tytułu

PL

Wplyw roznego poziomu sacharozy, soli azotowych i temperatury na wzrost i rozwoj pedow Syringa vulgaris L. in vitro

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The influence of sucrose (5, 10, 20, 30 g l-1), nitrogen salts - KNO3, NH4NO3 (25%, 50%, 100% in relation to the MS medium) and temperature (15 °C, 20 °C) on the growth of the main shoot and the activation and development of axillary buds in Syringa vulgaris in vitro was investigated. Different ratios of sucrose/nitrogen salts in the MS medium had a limited effect on the length of the main shoot of lilac plantlets. Also, the concentration of sucrose and nitrogen salts in the medium did not signifi­cantly affect the formation of nodes on the main or axillary shoots. The outgrowth of axillary shoots depended on the sucrose and nitrogen salts concentrations and tem­perature. Among the various sucrose/nitrogen salts relations, the highest number of axillary shoots (4.2) was found in the plantlets growing at a temperature of 20 °C, on a medium with a low level of sucrose (5 g l-1) and 100% strength of KNO3 and NH4NO3. Increased levels of sucrose in the medium significantly reduced the devel­opment of axillary buds in lilac plantlets growing at either temperature. By contrast, high levels of sucrose increased the fresh weight of lilac shoots. Different levels of nitrogen salts in the medium containing the same level of sucrose had no significant effect on the fresh weight of lilac shoots. On the other hand, at all levels of sucrose, the increased strength of nitrogen salts in the culture medium significantly enhanced the emergence and growth of axillary shoots. Increased strength of nitrogen salts in the medium appeared to counteract, at least partially, the inhibitory effect of a high sucrose level on the growth of axillary buds in Syringa vulgaris. There was clearly an interaction between the levels of sucrose and nitrogen salts such that a medium with a low sucrose to nitrogen ratio promoted axillary branching, whereas a medium with a high sucrose to nitrogen ratio inhibited the growth of axillary shoots. The different ratios of sucrose/nitrogen salts in the MS medium and the temperature affected the morphology of lilac plantlets. Increased supply of sucrose strongly stimulated leafsurface area, but the levels of nitrogen salts had a limited effect on leaf size. The plant- lets cultured at a temperature of 15 °C had bigger leaves than the plantlets at 20 °C. Low-sucrose treatments, irrespective of the level of nitrogen salts, induced a compact and branched habit of shoots and inhibited root formation. Increasing sucrose content in the medium resulted in a spontaneous formation of roots on the plantlets cultured in the presence of low levels of nitrogen salts.

PL

Celem badań było określenie wpływu różnego poziomu sacharozy (5, 10, 20, 30 g l-1) i soli azotowych KNO3, NH4NO3 (25%, 50%, 100% według pożywki MS) oraz temperatury (15 °C, 20 °C) na wzrost pędu głównego i rozwój pędów bocznych Syringa vulgaris in vitro. Zróżnicowany poziom sacharozy i soli azotowych w pożywce nie miał istotnego wpływu na wzrost wydłużeniowy pędu głównego lilaka oraz na powstawanie węzłów na pędzie głównym i pędach bocznych. Aktywacja pąków kątowych i wzrost pędów bocznych na pożywce MS zawierającej niskie stęże­nie 2iP 0,5 mg l-1 zależała od stężenia sacharozy i soli azotowych oraz temperatury. Spośród różnych stosowanych proporcji sacharozy/soli azotowych, najwięcej pędów bocznych (4,2) stwierdzono u roślin rosnących w temperaturze 20 °C na pożywce zawierającej najniższy poziom sacharozy - 5 g l-1 i 100% stężenie KNO3 i NH4NO3. Wzrost stężenia sacharozy w pożywce istotnie hamował aktywację i wzrost pędów bocznych u kultur rosnących w obydwu temperaturach. Z drugiej strony, wysoki poziom sacharozy w pożywce stymulował wzrost świeżej masy pędów. Kultury pędów rosnące w obecności 30 g l-1 sacharozy produkowały większą ilość świeżej masy w temperaturze 20 °C niż w 15 °C. Różne stężenia soli azotowych, przy tym samym poziomie sacharozy w pożywce, nie wpływały istotnie na wzrost świeżej masy pędów, natomiast wzrost stężenia soli azotowych, przy wszystkich badanych poziomach sacharozy, istotnie zwiększał aktywację pąków kątowych i rozwój pędów bocznych. Zwiększenie poziomu soli azotowych w pożywce częściowo przeciwdzia­łało hamującemu wpływowi sacharozy i stymulowało aktywność pąków kątowych oraz wzrost pędów bocznych lilaka. Obserwowano interakcje pomiędzy stosunkiem sacharozy/soli azotowych w pożywce a aktywacją pąków kątowych. Niska relacja sacharozy do soli azotowych stymulowała aktywację pąków i krzewienie pędów, natomiast wysoki stosunek sacharozy/soli azotowych hamował powstawanie pędów bocznych. Zróżnicowany poziom sacharozy i soli azotowych w pożywce oraz temperatura wpływały na morfologię pędów lilaka. Wzrost stężenia sacharozy w pożywce silnie stymulował wzrost powierzchni blaszki liściowej, natomiast wpływ poziomu soli azotowych był bardzo słaby. Pędy rosnące w temperaturze 15 °C charakteryzowały się większymi blaszkami liściowymi w porównaniu z pędami rosnącymi w 20 °C. Niskie stężania sacharozy, niezależnie od zawartości soli azotowych w pożywce, powodowa­ły zwarty i silnie rozgałęziony pokrój pędów, natomiast wysokie stężenia sacharozy sprzyjały spontanicznemu powstawaniu korzeni w obecności niskiego poziomu azotu.

Słowa kluczowe

EN

lilac; Syringa vulgaris; sucrose level; nitrogen salt; axillary shoot; shoot growth; shoot development; micropropagation; temperature; in vitro propagation

• Wydawca: -
• Czasopismo: Journal of Fruit and Ornamental Plant Research
• Rocznik: 2011
• Tom: 19
• Numer: 2
• Opis fizyczny: p.133-148,fig.,ref.

Twórcy

autor

Gabryszewska E.

• Research Institute of Horticulture, Konstytucji 3 Maja 1/3, 96-100 Skierniewice, Poland

Bibliografia

• Caboche M. 1987. Nitrogen, carbohy­drate and zinc requirements for the efficient induction of shoot morphogenesis from protoplast-derived colonies of Nicotiana plumbaginifolia. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 8: 197-206.
• Calamar A., De Klerk G.J. 2002. Effect of sucrose on adventitious root rege­neration in apple. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 70: 207-212.
• Cao X., Fordham I., Douglass L., Ham­merschlag F. 2003. Sucrose level in­fluences micropropagation and gene delivery into leaves from in vitro propagated highbush blueberry shoots. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 75: 255-259.
• Chao W.S., Anderson J.V., Horvath D.P. 2000. Sugar plays a role in inhibition of underground adventitious bud growth in leafy spurge (Euphorbia esula). PLANT PHYSIOL. 124 (Suppl.): 46.
• Charlebois D., Richter C. 2004. Multiplica­tion in vitro de Syringa vulgaris 'Kathe­rine Havemeyer' et 'Charles Joly'. CAN. J. PLANT SCI. 84: 279-289.
• Ciereszko I. 2002. Regulacyjna rola cu­krów. Percepcja cukru i przekazywanie sygnału w komórkach roślinnych. POST. BIOL. KOM. 29: 269-282.
• Coruzzi G., Bush D.R. 2001. Nitrogen and carbon nutrient and metabolite signaling in plants. PLANT PHYSIOL. 125: 61-64.
• Coruzzi G.M., Zhou L. 2001. Carbon and nitrogen sensing and signaling in plants: Emerging 'matrix effects'. CURR. OPIN. PLANT BIOL. 4: 247-253.
• Cui H., Gu X., Shi L. 2009. In vitro proli­feration from axillary buds and ex vitro protocol for effective propagation of Syringa x hyacinthiflora Luo Lan Zi'. SCI. HORT. 121: 186-191.
• Desjardines Y., Dubuc J.F., Badr A. 2009. In vitro culture of plants: a stressful ac­tivity! ACTA HORT. 812: 29-50.
• Einset J.W., Alexander J.H. (III) 1985. Multiplication of Syringa vulgaris species and cultivars in tissue culture. COMB. PROC. INT. PLANT PROP. SOC. 34: 628-636.
• Gabryszewska E. 1989. A preliminary study on in vitro propagation Syringa vulgaris L. ACTA HORT. 251: 205-208.
• Gabryszewska E. 2009. Rola regulatorów wzrostu, węglowodanów, soli mineralnych, glutationu i temperatury w rozmnażaniu in vitro piwonii chińskiej. ZESZ. NAUK. INST. SADOW. KWIAC. Monografie i Rozprawy, 190 p.
• Gabryszewska E. 2010. The effects of glucose and growth regulators on the organogenesis of Paeonia lactiflora Pall. in vitro. J. FRUIT ORNAM. PLANT RES. 2010 18(2): 309-320.
• Gabryszewska E., Kawa-Miszczak L., Węgrzynowicz-Lesiak E., Saniewski M. 2008. Wpływ temperatury oraz zróżni­cowanego poziomu węgla/azotu w po­żywce na wzrost i rozwój Clematis pi- tcheri in vitro. ZESZ. PROBL. POST. NAUK ROL. 524: 73-81.
• Gabryszewska E., Warabieda D. 1992. Ukorzenianie mikrosadzonek lilaka zwyczajnego (Syringa vulgaris L.) cv. Madame Florent Stepman in vitro i in vivo. PR. INST. SAD. I KWIAC. SERIA B, 17: 189-202.
• Gibson S.I. 2005. Control of plant devel­opment and gene expression by sugar signaling. CURR. OPIN. PLANT BIOL. 8: 93-102.
• Hdider C., Desjardines Y. 1994. Effect of sucrose on photosynthesis and phosphoenolpyruvate carboxylase activity of in vitro cultured strawberry plantlets. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 36: 27-33.
• Hildebrandt V., Harney P.M. 1983. In vitro propagation of Syringa vulgaris 'Vesper'. HORTSCI. 432-434.
• Horvath D.P., Anderson J.V., Chao W.S., Foley M.E. 2003. Knowing when to grow: signals regulating bud dormancy. TRENDS PLANT SCI. 8: 534-541.
• Huang C.L., Okubo H. 2005. In vitro morphogenesis from rhizomes of Cymbidium sinensis. J. FAC. AGR., KYUSHU UNIV. 50: 11-18.
• Hyndman S.E., Hasegawa P.M., Bressan R.A. 1982. The role of sucrose and ni­trogen in adventitious root formation on cultured rose shoots. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 1: 229-238.
• Iqbal N., Nazar R., Iqbal M.,. Khan R., Masood A., Khan N.A. 2011. Role of gibberellins in regulation of source- sink relations under optimal and limiting environmental conditions. CURR. SCI. 100: 998-1007.
• Jacobsone G., Auzenbaha D., Megre D. 2006. Influence of ABA on storage possibilities in vitro of lilacs. ACTA HORT. 725: 217-220.
• Jang S.W., Hamayun M., Sohn E.Y., Shin D.H., Kim K.U., Lee B.H., Lee I.J. 2008. Effect of elevated nitrogen levels on endogenous gibberellin and jasmonic acid contents of three rice (Oryza sativa L.) cultivars. J. PLANT NUTR. SOIL SCI. 171: 181-186.
• Jones P.G., Lloyd J.C., Raines C.A. 1996. Glucose feeding of intact wheat plants represses the expresion of a number of Calvin cycle genes. PLANT CELL ENVIRON. 19: 231-236.
• Kilb B., Wietoska H., Godde D. 1996. Changes in the expression of photosynthetic genes precede loss of photosynthetic activities and chlorophyll when glucose is supplied to mature spinach leaves. PLANT SCI. 115: 225­235.
• Luna C., Sansberro P., Mroginski L., Tarraggo J. 2003. Micropropagation of Ilex dumosa (Aquifoliaceae) from nodal segment in a tissue culture system. BIOCELL 27: 205-212.
• Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioas- says with tobacco tissue cultures. PHYSIOL. PLANT. 15: 473-497.
• Nestorowicz S., Kulpa D., Moder K., Kurek J. 2006. Micropropagation of an old specimen of common lilac (Syringa vulgaris L.) from the den- drological garden at Przelewice. ACTA SCI. POL., HORTORUM CULTUS 5(1): 27-35.
• Nunes-Nesi A., Fernie A.R., Stitt M. 2010. Metabolic and signaling as­pects underpinning the regulation of plant carbon nitrogen interactions. MOL. PLANT 3(6): 937-996.
• Ogura Y., Okubo H. 2003. In vitro shoot formation from rhizome apices of Cymbidium ensifolium and C. ka- nran. J. FAC. AGR., KYUSHU UNIV. 47: 301-306.
• Ogura-Tsujita Y., Okubo H. 2006. Ef­fects of low nitrogen medium on en­dogenous changes in ethylene, aux­ins, and cytokinins in in vitro shoot formation from rhizomes of Cymbi­dium kanran. IN VITRO CELL. DEV. BIOL. - PLANT 42: 614-616.
• Ongaro V., Leyser O. 2008. Hormonal control of shoot branching. J. EXP. BOT. 59: 67-74.
• Oprea M., Duta M. 2008. The behaviour of Syringa vulgaris in the processes of in vitro culture. BULL. UASVM HORT. 65: 491.
• Perata P., Matsukura C., Vernieri P., Yamaguchi J. 1997. Sugar repression of a gibberellin-dependent signaling pathway in barley embryos. PLANT CELL 9: 2197-2208.
• Pierik R.L.M., Steegmans H.H.M., Elias A.A., Stiekema O.T.J., Van der Velde A.J. 1988. Vegetative propaga­tion of Syringa vulgaris L. in vitro. ACTA. HORT. 226: 195-204.
• Popowich E.A., Filipenya V.L. 2000. Features on micropropagation of Sy- ringa vulgaris L. SODININKYSTÈ IR DARZININKYSTÈ 19: 434-440.
• Rajagopal V., Rao I.M. 1974. Changes in the endogenous level of auxins and gib- berellin-like substances in the shoot apices of nitrogen-deficient tomato plants (Lycopersicon esculentum Mill). AUSTR. J. BOT. 22: 429-435.
• Refouvelet E., Daguin F. 2000. Effect of different media and of a CO2- enriched atmosphere on growth of li­lac (Syringa vulgaris L.) vitroplants. ACTA HORT. 530: 567-572.
• Refouvelet E., Le Nours S., Tallon C., Daguin F. 1998. A new method for in vitro propagation of lilac (Syringa vulgaris L.): regrowth and storage conditions buds encapsulated in algi- nate beads, development of a pre- acclimatization stage. SCI. HORT. 74: 233-241.
• Rolland F., Baena-Gonzalez E., Sheen J. 2006. Sugar sensing and signaling in plants: Conserved and novel mechan­isms. ANNU. REV. PLANT BIOL. 57: 675-709.
• Rolland F., Moore B., Sheen J. 2002. Sugar sensing and signaling in plants. PLANT CELL 14 (Suppl.): 185-205.
• Sakakibara H., Takei K., Hirose N. 2006. Interactions between nitrogen and cy- tokinin in the regulation of metabolism and development. TRENDS PLANT SCI. 11: 440-448.
• Scholten H.J. 1998. Effect of polyamines on the growth and development of some horticultural crops in micropropagation. SCI. HORT. 77: 83-88.
• Serret M.D, Trillas M.I., Matas J., Araus J.L. 1997. The effect of different clo­sure types, light, and sucrose concen­trations on carbon isotope composition and growth of Gardenia jasminoides plantlets during micropropagation and subsequent acclimation ex vitro. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 47: 217-230.
• Shimasaki K., Uemoto S. 1990. Micro­propagation of a terrestrial Cymbi- dium species using rhizomes devel­oped from seeds and pseudobulbs. PLANT CELL TISS. ORGAN CULT. 22: 237-244.
• Skrzypczak E. 1992. Mikrorozmnażanie wybranych odmian lilaków (Syringa vulgaris L.) ARBORETUM KÓRNI­CKIE 37: 21-41.
• Smeekens S. 2000. Sugar-induced signal transduction in plants. ANNU. REV. PLANT PHYSIOL. PLANT MOL. BIOL. 51: 49-81.
• Starck Z. 2006. Różnorodne funkcje węgla i azotu w roślinach. KOSMOS - PROBLEMY NAUK BIOLOGICZ­NYCH 55 (2/3): 243-257.
• Taylor J.L.S., Van Staden J. 2001. The effect of nitrogen and sucrose con­centration on the growth of Eucomis autumnalis (Mill.) Chitt. plantlets in vitro, and on subsequent anti­inflammatory activity in extracts pre­pared from the plantlets. PLANT GROWTH REGUL. 34: 49-56.
• Vinterhalter B., Ninkowic S., Zdravkovic-Korac S., Subotic A., Vinterhalter D. 2007. Effect of nitro­gen salts on the growth of Ceratonia siliqua L. shoot cultures. ARCH. BIOL. SCI. Belgrade 59: 217-222.
• Vinterhalter B., Vinterhalter D., Neskovic M. 2001. Effect of irra- diance, sugars and nitrogen on leaf size of in vitro grown Ceratonia sili- qua L. BIOL. PLANT. 44: 185-188.
• Waldenmaier S., Bünemann G. 1991. Ex vitro effects in micropropagation of Sy- ringa. ACTA. HORT. 300: 201-209.
• Welander N.T. 1987. Propagation of Syringa chinensis cv. Saugeana by in vitro culture of nodal explants. J. HORTIC.SCI. 62: 89-96.
• Zheng Z.L. 2009. Carbon and nitrogen nutrient balance signaling in plants. PLANT SIGNALING & BEHAVIOR 4(7): 584-591.