Induction and growth of callus on cotyledons of Norway spruce [Picea abies [L.] Karst.] in the in vitro cultures

• Autorzy: Kraj W.
• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The regeneration of callus was conducted on of Norway spruce (Picea abies (L.) Karst.) cotyledons from 5 to 19 days old seedlings. The best results (55% on average) were obtained from 5-days old seedlings. The highest percent of regeneration was ascertained on the 1/2 SH medium (on average for all ages 49.17%). The best medium for 5-days old seedlings turned out to be the 1/2 LP (77,50%), but the regeneration ability of cotyledons taken from older seedlings declined rapidly in that medium. On a medium with the concentration of both micro- and macroelements reduced to 50% of the fall level the average regeneration rate was 41.50%, while on a medium with full concentration of nutrients the regeneration amounted only to 25 75%. The best growth of callus after 6 weeks of cultivation was found on cotyledons taken from 5-days old seedlings on the 1/2 LM, MS arid 1/2 LP medium (the diameter of callus equal to 2.95, 2.86 and 2.21 mm respectively). Callus growing on medium with lower concentration of nutrients after 6 weeks of cultivation gave larger callus than that on medium with a full nutrient concentration {average diameters 1.86 mm and 1.52 mm, respectively).

PL

Zbadano regenerację kalusa świerka pospolitego (Picea abies (L.) Karst.) na liścieniach pobra­nych z siewek kilku do kilkunastodniowych wyhodowanych w niesterylnych warunkach w la­boratorium. Eksplantaty wykładano na pięć rodzajów pożywek (MS, WPM, SH, LM, LP), które zastosowano w dwóch stężeniach: o pełnej i zmniejszonej do polowy zawartości makro i mi­kroelementów zawierających 2,4-D (10 μmol) i BAP (5 μmol). Najlepszą regenerację kalusa (średnio 55%) (tab. 1) uzyskano przy pobieraniu liścieni z najmłodszych (5-dniowych) siewek, gorszą w przypadku siewek 12 i 19-dniowych. Najwyższy procent regeneracji stwierdzono na pożywce 1/2 SH (49,17%) (tab. 1, ryc. 1). Przewaga tej pożywki polegała na tym, że mimo nie najwyższych wartości regeneracji u liścieni z 5-dniowych siewek utrzymywała się ona na wysokim poziomie w późniejszych terminach pobierania eksplantatów. Najlepszą pożywką w pierwszym terminie pobierania okazała się pożywka 1/2 LP (77,50%), jednak następował na niej gwałtowny spadek zdolności regeneracyjnych liścieni przy ich pobieraniu ze starszych siewek. Wykazano istotny wpływ stężenia pożywki na zdolności regeneracyjne eksplantatów. Na pożywkach o stężeniu makro i mikroelementów zmniejszonym do połowy średnio uzyska­no regenerację 41,50%, natomiast dla pożywek pełnych wynosiła ona 25,75%. Badania wyka­zały, że niezależnie od rodzaju i stężenia pożywek kalus najczęściej powstaje na nasadowej części liścieni (tab. 2, ryc. 2) Najlepszy wzrost kalusa po 6 tygodniach kultury występował na liścieniach pobranych z 5-dniowych siewek (2,08 mm) i był istotnie lepszy niż wzrost kalusa na liścieniach pobranych ze starszych siewek (tab. 3). Udowodniono wpływ stężenia pożywek na średnicę otrzymywanego kalusa. Hodowla na pożywkach o zmniejszonym stężeniu dawała po 6 tygodniach kultury większy kalus niż na pożywkach pełnych (odpowiednio 1,86 i 1,52 mm). Najlepszy wzrost kalusa P. abies występował w przypadku 5-dniowych siewek na pożywkach 1/2 LM, MS i 1/2 LP (średnica kalusa odpowiednio 2,95, 2,86 i 2,21 mm), natomiast najgorszy na pełnej pożywce SH (0,98 mm).

Słowa kluczowe

EN

Norway spruce; callus culture; cotyledon; Picea abies; regeneration; growth; spruce; in vitro; induction

• Wydawca: -
• Czasopismo: Acta Agraria et Silvestria. Series Silvestris
• Rocznik: 2000
• Tom: 38
• Opis fizyczny: p.33-45,fig.

Twórcy

autor

Kraj W.

• University of Agriculture, al.29 Listopada 46, 31-425 Krakow, Poland

Bibliografia

• Afele J.C., Senaratna Т., McKersie B.D., Saxena P.K. 1992. Somatic embryogenesis and plant regeneration from zygotic embryo culture in blue spruce (Picea pungens Engelman,). Plant Cell Rep. 11: 299-303.
• Arnold S.V., Hakman 1. 1988. Regulation of somatic embryo development in Picea abies by abscisic acid (ABA). ). Plant Physiol. 132: 164-169.
• Attree S.M., Budimir S., Fowke L.C. 1990. Somatic embryogenesis and plantlet regeneration from cultured shoots and cotyledons of seedlings from stored seeds of black and white spruce (Picea mariana and Picea glauca). Can. J. of Bot. 68: 30-34.
• Attree S.M., Dunstan D.I., Fowke L.C. 1989. Plantlet regeneration from embryogenic protoplasts of white spruce (Picea glauca). Bio Technology 7: 1060-1062.
• Bercetche J., Galerne M., Dereuddre J. 1990. Greater capacity for regeneration of plantlets from embryogenic callus of Picea abies after freezing in liquid nitrogen. Comptes Rendus de 1'Aca- demie des Sciences, 310, 8: 357-362.
• Biondi S., Mirza J., Mittempergher L., Bagni N. 1991. Selection of elm cell culture variants resistant to Ophiostoma ulmi culture filtrate. J. Plant Physiol. 137: 631-634.
• David A., Faye M., Rancillac M., Atkinson D. 1983. Influence of auxin and mycorrhizal fungi on the in vitro formation and growth of Pinus pinaster roots. Plant and Soil, 71: 501-505.
• Diez J., Gil L. 1998. Effects of Ophiostoma ulmi and Ophiostoma novo-ulmi culture filtrates on elm cultures from genotypes with different susceptibility to Dutch elm disease. Eur. J. For. Pathol. 28: 399-407.
• Erdelsky K., Barancok F. 1985. Growth induction of callus and organ cultures of the fir (Abies alba Mill). Acta Facultatis Rerum Naturalium Universitatis Comenianae, Physiol. Plant. 22: 41-49.
• Galerne M., Dereuddre J. 1988. Survival of embryogenic callus of Norway spruce after freezing at- -196°C. Annales de Recherches Sylvicoles, AFOCEL, France: 7-33.
• Grellier В., Letouze R., Strullu D.G. 1984. Micropropagation of birch and mycorrhizal formation in vitro. New Phytol. 97: 591-599.
• Heslin M.C., Douglas G.C. 1986. Effects of ectomycorrhizal fungi on growth and development of poplar plants derived from tissue culture. Sci. Hortic. 30: 143-149.
• Hrib J. 1984. Digital time-lapse cinematography of a series of objects: recordings of defense reactions of Norway spruce tissue cultures, derived from single organs, against the fungus Phaeolus schweinitzii. Eur. J. For. Pathol. 14: 249-256.
• Hrib J., Rypacek V. 1981. A simple callus test to determine the aggressiveness of wood-destroying fungi. Eur. J. For. Pathol. 11: 270-274.
• Jain S.M., Dong N., Newton R.J. 1989. Somatic embryogenesis in slash pine (Pinus elliottii) from immature embryos cultured in vitro. Plant Sci. Limerick 65: 233-241.
• Jardin P.D., Chandelier A., Chauveau F., Bercetche J., Paques M., Du J.P, Ahuja-MR E., Boerjan W., Neale D.B., 1996. A comparative study of embryogenic and non-embryogenic cell cultures in Picea abies (L.) Karst, [in:] Somatic cell genetics and molecular genetics of trees. 63-68.
• Mo L.H., Egertsdotter U., Arnold S.V., Von Arnold S. 1996. Secretion of specific extracellular proteins by somatic embryos of Picea abies is dependent on embryo morphology. Ann. Bot. 77: 143-152.
• Perez-Frances J.F., Martinez C., Blesa A.C. 1984. Effects of 2,4-D on induction of callus from cotyledons of Pinus canariensis. An. Edafol, Agrobiol. 43: 889-904.
• Perry MP. 1973. Studies of growth and development in callus cultures of Longleaf Pine (Pinus palustris Mill.). Diss. Abstr. Int. ser. В, 33: 9.
• Ruand J.N., Bercetche J., Paques M. 1992. First evidence of somatic embryogenesis from needles of 1-year-old Picea abies plants. Plant Cell Rep. 11: 563-566.
• Sirrenberg A., Salzer P., Hager A., 1995. Induction cf mycorrhiza-like structures and defence reac­tions in dual cultures of spruce callus and ectomycorrhizal fungi. New Phytol. 130; 149-156.
• Strzelczyk E., Kampert M., Michalski L. 1985. Production of cytokinin-like substances by mycor­rhizal fungi of pine (Pinus sylvestris L.) in cultures with and without metabolites of actinomycetes. Acta Microbiol. Pol. 34: 177-186.
• Tuskan G.A., Sargent, W.A., Rensem Т., Walla J.A. 1990. Influence of plant growth regulators, basal media and carbohydrate levels on the in vitro development cf Pinus ponderosa (Dougl. ex Law.) cotyledon ex plants. Plant Cell, Tissue Organ Cult. 20: 47-52.
• Valluri J.V., Treat W.J., Newton, R.J., Cobb B.G., Soltes E.J. 1988. Protein synthesis in slash pine callus cultures exposed to water stress. Tree Physiol. 4: 181—186.
• Vargas-Hernandez J.J., Gonzalez R.H. 1991, in vitro morphogenesis of Pinus patula Sehl, et Cham. Rev. Chapingo, 15, 75: 7-17.
• Vazquez Thello A., Yang L.J., Hidaka M., Uozumi T. 1996. Inherited chilling tolerance in somatic hybrids of transgenic Hibiscus rosasinensis X transgenic Laoalera thuringiaca selected by double- antibiotic resistance. Plant Cell Rep 15: 506-511.
• Watmough S.A., Gallivan C.C., Dickinson N.M. 1995. Induction of zinc and nickel resistance in Acer pseudoplatanus L. (sycamore) callus cell lines. Environ. Exp. Bot. 35: 465-473.
• Webb D.T., Webster F., Flinn B.S., Roberts D.R., Ellis D.D., Dunstan D.I. 1989. Factors influencing the induction of embryogenk and caulogenic callus from embryos of Picea glauca and P. en-gelmannii. 4th meeting of the International Conifer Tissue Culture Work Group. Saskatoon, Canada, August 8 to 12, 1988, Can. J. For. Res, 19, 10: 1303-1308.
• Westcott R. J. 1994. Production of embryogenic callus from nonembryonic explants of Norway spruce Picea abies (L.) Karst. Plant Cell Rep. 14: 47-49.
• Woodward S., Pearce R.B. 1988. Responses of Sitka spruce callus to challenge with wood decay fungi. Eur. J. For. Pathol. 18: 217-229.
• Xíe Y., Anold S.V., von Anold S., 1998. Release of ethylene and its role in induction of embryogenic cultures of Picea abies. Plant Physiol. Commun. 34: 342-344.
• Yang J., Gui Y., Yang Y., Ding Q., Guo Z., Yang J.L., Gui Y.L., Yang Y.G., Ding Q.X., Guo Z.C., 1997. Somatic embryogenesis and plantlet regeneration in mature zygotic embryos of Picea meyeri. Acta Bot. Sin. 39: 315-321.