Application of Ovopel and Ovaprim and their combinations in controlled reproduction of two reophilic cyprinid fish species

• Autorzy: Zarski D , Kucharczyk D. , Targonska K. , Jamroz M. , Krejszeff S. , Mamcarz A.

Warianty tytułu

PL

Zastosowanie preparatow Ovopel i Ovaprim oraz ich kombimacji w kontrolowanym rozrodzie dwoch gatunkow karpiowatych ryb reofilnych

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The aim of the study was to compare the female dace Leuciscus leuciscus (L.) and ide Leuciscus idus (L.) hormonal stimulation effectiveness with two preparations (Ovopel and Ovaprim) separately and in combination. The experiment was conducted under controlled conditions. During the experiment the percentage of ovulating females, ovulation time and survival of embryos to the eyed stage were recorded. Stimulation with Ovopel resulted in shorter ovulation appearance time in females of both species (48–50 h for dace and 36–38 h for ide) while stimulation with Ovaprim in a higher percentage of live embryos in the eyed stage (almost 80 and 60% for dace and ide respectively). The highest hormonal stimulation effectiveness was recorded in the group where a combination of those two hormonal substances was applied as shortening of the time for achievement of spawning readiness (48 and 36 hours for dace and ide respectively), a significant ovulation synchronization and the highest embryos survival rates (almost 80 and 70% for dace and ide respectively) were recorded.

PL

Celem pracy było porównanie efektywności stymulacji hormonalnej samic jelca Leuciscus leuciscus (L.) i jazia Leuciscus idus (L.) po zastosowaniu dwóch preparatów (Ovopel i Ovaprim) osobno oraz ich kombinacji. Eksperyment przeprowadzono w warunkach kontrolowanych. W trakcie jego trwania notowano odsetek owulujących samic, czas owulacji oraz przeżywalność embrionów do stadium zaoczkowania. Stymulacja Ovopelem poskutkowała krótszym okresem wystąpienia owulacji u samic obu gatunków (48–50 h dla jelca i 36–38 h dla jazia), natomiast Ovaprimem – wyższym odsetkiem żywych embrionów w stadium zaoczkowania (blisko 80 i 60% odpowiednio dla jelca i jazia). Najlepszy efekt stymulacji hormonalnej stwierdzono w grupie, w której zastosowano kombinację obydwu środków hormonalnych, gdzie odnotowano skrócenie czasu uzyskania przez ryby gotowości tarłowej (48 i 36 odpowiednio dla jelca i jazia), znaczną synchronizację owulacji oraz najwyższy odsetek przeżywalności embrionów (blisko 80 i 70% odpowiednio w przypadku jelca i jazia).

Słowa kluczowe

PL

Ovopel preparation; Ovaprim preparation; application; preparation combination; animal reproduction; controlled reproduction; cyprinid fish; fish species; dace; Leuciscus leuciscus; ide; Leuciscus idus; hormonal stimulation

• Wydawca: -
• Czasopismo: Polish Journal of Natural Sciences
• Rocznik: 2009
• Tom: 24
• Numer: 4
• Strony: 235-244
• Opis fizyczny: p.235-244,ref.

Twórcy

autor

Zarski D

• University of Warmia and Mazury in Olsztyn, Oczapowskiego 5, 10-957 Olsztyn, Poland

autor

Kucharczyk D.

autor

Targonska K.

autor

Jamroz M.

autor

Krejszeff S.

autor

Mamcarz A.

Bibliografia

• BABIAK I., GLOGOWSKI J., KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A. 1998. Cryopreservation of sperm from asp Aspius aspius. Progr. Fish-Cult., 60: 146–148.
• BRZUSKA E., BIENIARZ K. 1977. Metoda przeżyciowego określania dojrzałości płciowej samic karpia w związku z iniekcjami homogenatu przysadki mózgowej karpia. Broszura IRS, Olsztyn, nr 105.
• BRZUSKA E, ADAMEK J. 1999. Artificial spawning of European catfish, Silurus glanis L.: stimulation of ovulation using LHRH-a, Ovaprim and carp pituitary extract. Aquacult. Res., 30: 59–64.
• BRZUSKA E. 2000. Artificial spawning of carp Cyprinus carpio L.: differences between the effects on reproduction in females of Polish and Hungarian provenance treated with carp pituitary and (D-Ala6) GnRH ProNHEt (Kobarelin). Aquacult. Res., 31: 457–465.
• BRZUSKA E. 2005. Artificial spawning of carp (Cyprinus carpio L.): differences between females of Polish strain 6 and Hungarian strain W treated with carp pituitary homogenate, Ovopel or Dagin. Aquacult. Res., 36: 1015–1025.
• BRZUSKA E. 2006. Artificial spawning of female Lithuanian strain B carp (Cyprinus carpio L.) after treatment with carp pituitary homogenate, Ovopel or [D-Tle6, ProNHEt9] GnRH-a (Lecirelin). Aquacult. Res., 37: 264–271.
• CEJKO B.I., GLOGOWSKI J., KOWALSKI R.K., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K. 2008a. Description of pikeperch, Sander Lucioperca L., semen obtained from males held under different rearing conditions. Arch. Pol. Fish., 16(1): 93–100.
• CEJKO B.I., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., KUBIAK D., STAROSIEK B., GLOGOWSKI J. 2008b. Quality parameters and selected biochemical markers of asp, Aspius aspius (L.), semen obtained after hormonal stimulation with Ovaprim or Ovopel. Arch. Pol. Fish., 16(2): 179–188.
• CEJKO B.I., KOWALSKI R.K., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., KREJSZEFF S., ŻARSKI D., GLOGOWSKI J. 2009. Influence of the length of time after hormonal stimulation on selected parameters of milt of ide Leuciscus idus L. Aquacult. Res. (in press).
• CIEŚLA M. 1998. Wyniki badań nad opracowaniem metodyki sztucznego rozrodu jazia, Leuciscus idus. [W:] Karpiowate ryby reofilne. H. Jakucewicz, R. Wojda, Wyd. PZW, Warszawa, 41–49.
• GLOGOWSKI J., BABIAK I., KUCHARCZYK D., ŁUCZYŃSKI M. 1997. The effect of individual male variability on cryopreservation of bream (Abramis brama (L.)) sperm. Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 281–285.
• GLOGOWSKI J., BABIAK I., KUCHARCZYK D., ŁUCZYŃSKI M., PIROS B. 1999. Some properties of bream Abramis brama L. sperm and its cryopreservation. Aquacult. Res., 30: 765–772.
• HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., KUPREN K., TURKOWSKI K., TARGOŃSKA K., JAMRÓZ M., KREJSZEFF S., KWIATKOWSKI M., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2009. Comparison of economic effectiveness of applying different hormonal preparations for reophile cyprinid fish reproduction stimulation based on the example of asp Aspius aspius (L.) and ide Leuciscus idus (L.). Pol. J. Natur. Sc., 24(4): 224–234.
• HORVATH L., SZABO T., BURKE J. 1997. Hatchery testing of GnRH analogue. containing pellets on ovulation in four cyprinid species. Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 281–292.
• JAMRÓZ M., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., KUCHARCZYK D., KWIATKOWSKI M., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., MAMCARZ A. 2008a. Wpływ stosowania preparatu Ovaprim na efekty pozasezonowego oraz sezonowego rozrodu jazia (Leuciscus idus) w warunkach kontrolowanych. [W:] Biotechnologia w akwakulturze Red. Z. Zakęś, J. Wolnicki, K. Demska-Zakęś, R. Kamiński, D. Ulikowski. Wyd. IRS, Olsztyn, 159–164.
• JAMRÓZ M., KUCHARCZYK D., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., KREJSZEFF S., KUJAWA R., KUPREN K., KWIATKOWSKI M., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., CEJKO B.I., GLOGOWSKI J. 2008b. Comparison of Ovopel, Ovaprim and LH-RH analogue application effectiveness in controlled reproduction of ide Leuciscus idus (L.). Arch. Pol. Fish., 16(4): 363–370.
• KOWALSKI R., GLOGOWSKI J., KUCHARCZYK D., GORYCZKO K., DOBOSZ S., CIERESZKO A. 2003. Proteolytic activity and electrophoretic profiles of proteases from seminal plasma of teleosts. J. Fish Biol., 63: 1008–1019.
• KOWALSKI R., GLOGOWSKI J., KUCHARCZYK D., MAK M., DOBOSZ S., ZAKĘŚ Z., CIERESZKO A. 2004. Characterization of gelatinolytic activity in seminal plasma of some teleost fish. Aquacult. Int., 12: 57–68.
• KREJSZEFF S., KUCHARCZYK D., KUPREN K., TARGOŃSKA K., MAMCARZ A., KUJAWA R., KACZKOWSKI Z.,RATAJSKI S. 2008. Reproduction of chub, Leuciscus cephalus L., under controlled conditions. Aquacult. Res., 39: 907–912.
• KREJSZEFF S., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KUCHARCZYK D. 2009. Domestication affects spawning of the ide (Leuciscus idus)-preliminary study. Aquaculture, 295: 145–147.
• KUCHARCZYK D. 1999. Genetic inactivation of ide (Leuciscus idus L.) sperm using UV irradiation. Cytobios, 392: 149–158.
• KUCHARCZYK D. 2001. Genetic inactivation of Leuciscus idus L. (ide) oocytes using UV irradiation. Cytobios, 407: 189–195.
• KUCHARCZYK D. 2002. Rozród kontrolowany i androgeneza wybranych gatunków ryb karpiowatych. Rozpr. i monogr., 63, p. 81. Wyd. UWM, Olsztyn.
• KUCHARCZYK D., JANKUN M., ŁUCZYŃSKI M. 1997a. Ploidy level determination in genetically manipulated bream, Abramis brama, based on the number of active nucleoli per cell. J. Appl. Aquacult., 7: 13–21.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E. 1997b. Artificial spawning in bream (Abramis brama (L.)). Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 203–207.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E. 1997c. Induced spawning in rudd (Scardinius erythrophthalmus L.). Pol. Arch. Hydrobiol., 44: 209–213.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E., ULIKOWSKI D. 1999. Artificial spawning of ide Leuciscus idus under controlled conditions. EJPAU 2(2): 05 (www.ejpau.media.pl).
• KUCHARCZYK D., KRÓL R., KUJAWA R., MAMCARZ A., WYSZOMIRSKA E., SZCZERBOWSKI A., ŁUCZYŃSKI M.J. 2000. Out of season spawning of ide (Leuciscus idus L.) under controlled conditions. Europ. Aquacult. Soc., Spec. Publ. 28, 353–353.
• KUCHARCZYK D., KUJAWA R., MAMCARZ A., TARGOŃSKA-DIETRICH K., WYSZOMIRSKA E., GLOGOWSKI J., BABIAK I., SZABO T. 2005. Induced spawning in bream (Abramis brama L.) using pellets containing GnRH. Czech J. Anim. Sci., 50: 89–95.
• KUCHARCZYK D., BOREJKO A., TARGOŃSKA K., ROŻEK W., CHWALCZYK R., KOWALSKI R., GLOGOWSKI J. 2007. Wpływ Ovaprimu na efekty rozrodu jazia (Leuciscus idus). [W:] Rozród, podchów, profilaktyka ryb jeziorowych i innych gatunków Red. J. Wolnicki, Z. Zakęś, R. Kamiński, Wyd. IRS, Olsztyn, 31–35.
• KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., HLIWA P., GOMUŁKA P., KWIATKOWSKI M., KREJSZEFF S., PERKOWSKI J. 2008. Reproductive parameters of common carp (Cyprinus carpio L) spawners during natural season and out-of-season spawning. Reprod. Biol., 8(3): 285–289.
• KUJAWA R., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A. 1999. A model system for keeping spawners of wild and domestic fish before artificial spawning. Aquacult. Eng., 20: 85–89.
• KUJAWA R., JAMRÓZ M., MAMCARZ A., KUCHARCZYK D. 2007. Rozród płoci w warunkach kontrolowanych. In: Rozród, podchów, profilaktyka ryb jeziorowych i innych gatunków Red. J. Wolnicki, Z. Zakęś, R. Kamiński. Wyd. IRS, Olsztyn, 15–22.
• KUPREN K., TURKOWSKI K., KUCHARCZYK D., KREJSZFF S., ŻARSKI D., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., TARGOŃSKA K., KWIATKOWSKI M., JAMRÓZ M., CZARKOWSKI T. 2008. Economic aspects of rearing larval asp, Aspius aspius (L.), and ide, Leuciscus idus (L.), in closed recirculating systems. Arch. Pol. Fish., 16(4): 413–420.
• LEU M.-Y, CHOU Y.-H. 1996. Induced spawning and larval rearing of captive yellowfin porgy, Acanthopagrus latus (Houttuyun). Aquaculture, 143: 155–166,
• LINHART O., RODINA M., KOCOUR M., GELA D. 2006. Insemination, fertilization and gamete management in tench, Tinca tinca (L.). Aquacult. Int., 14: 61–73.
• OLSEN K.H., SAWISKY G.R., STACEY N.E. 2006. Endocrine and milt responses of male crucian carp (Carassius carassius L.) to periovulatory females under field conditions. Gen. Comp. Endocrinol., 149: 294–302.
• PHILIPPART J.C. 1995. Is captive breeding an effective solution for the preservation of endemic species? Biol. Conserv., 72: 281–295.
• SZABO T. 2003. Ovulation induction in northern pike Esox lucius L. using different GnRH analogues, Ovaprim, Dagin and carp pituitary. Aquacult. Res., 34: 479–486.
• SZABO T., MEDGYASSZAY C., HORVA´TH L. 2002. Ovulation induction in nase (Chondrostoma nasus, Cyprinidae) using pituitary extract or GnRH analogue combined with domperidone. Aquaculture, 203: 389–395.
• TARGOŃSKA-DIETRICH K., ZIELAZNY T., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., KUJAWA R. 2004. Out-of-season spawning of cultured ide (Leuciscus idus L.) under controlled conditions. EJPAU 7(2): 02 (www.ejpau.media.pl).
• TARGOŃSKA K., KUCHARCZYK D., KRASUCKA A., MAMCARZ A. 2005. Artificial reproduction of minnow (Phoxinus phoxinus) in captivity. Aquaculture Europe 2005 Conference “Optimizing the Future”, Trondheim, Norway, 5–8.
• TARGOŃSKA K., KUCHARCZYK D., MAMCARZ A., GLOGOWSKI J., KREJSZEFF S., PRUSIŃSKA M., KUPREN K. 2008. Influence of individual variability in the percentage of motile spermatozoa and motility time on the survival of embryos of chosen fish species. Pol. J. Natur. Sc., 23(1): 178–187.
• TURKOWSKI K., KUCHARCZYK D., KUPREN K., HAKUĆ-BŁAŻOWSKA A., TARGOŃSKA K., ŻARSKI D., KWIATKOWSKI M. 2008. Economic aspects of the experimental rearing of asp, Aspius aspius (L.), ide, Leuciscus idus (L.), and dace, Leuciscus leuciscus (L.), under controlled conditions. Arch. Pol. Fish., 16(4): 397–411.
• ULIKOWSKI D. 2004. European catfish (Silurus glanis L.) reproduction outside of the spawning season. Arch. Pol. Fish., 12(2): 121–131.
• VIVEIROS A.T.M., FESSEHAYE Y., TER VELD M., SZULTZ R.W., KOMEN J. 2002. Hand-stripping of semen and semen quality after maturational hormone treatments, in African catfish Clarias gariepinus. Aquaculture, 213: 373–386.
• WOJTCZAK M., GLOGOWSKI J., KOŁDRAS M., KUCHARCZYK D., CIERESZKO A. 2003. Characterization of protease inhibitors of seminal plasma of cyprinids. Aquat. Liv. Res., 16 (5): 461–465.
• YARON Z. 1995. Endocrine control of gametogenesis and spawning induction in the carp. Aquaculture, 129: 49–73.
• YARON Z., BOGOMOLNAYA A., DRORI S., BITON I., AIZEN J., KULIKOVSKY Z., LEVAVI-SIVAN B. 2009. Spawning Induction in the Carp. Past Experience and Future Prospects – A Review. Israeli J. Aquacult. – Bamidgeh, 61(1): 5–26.
• ŻARSKI D., KUCHARCZYK D., TARGOŃSKA K., CHWALUCZYK R., KREJSZEFF S., KWIATKOWSKI M., JAMRÓZ M. 2008a. Wpływ środka hormonalnego Ovaprim na efektywność rozrodu bolenia (Aspius aspius) w warunkach kontrolowanych. [W:] Biotechnologia w akwakulturze Red. Z. Zakęś, J. Wolnicki, K. Demska-Zakęś, R. Kamiński, D. Ulikowski, Wyd. IRS, Olsztyn, 153–158.
• ŻARSKI D., TARGOŃSKA K., RATAJSKI S., KACZKOWSKI Z., KUCHARCZYK D. 2008b. Artificial reproduction of nase, Chondrostoma nasus (L.), in captivity. Arch. Pol. Fish., 16(4): 355–362.