Efficiency of antioxidative system in spinach plants growing in soil contaminated with nickel

• Autorzy: Arasimowicz M. , Wiśniowska-Kielian B. , Niemiec M.

Identyfikatory

DOI

10.2428/ecea.2013.20(09)090

Warianty tytułu

PL

Sprawność systemu antyoksydacyjnego roślin szpinaku rosnących w glebie zanieczyszczonej niklem

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The paper attempted to assess the activity of antioxidative system in cells of spinach plant, ‘Matador’ c.v., growing in the soil contaminated with Ni. Plant material for analyses was obtained from two pot experiments conducted in 2010 and 2011 in the vegetation hall of the Experimental Station of the University of Agriculture in Krakow. Ni content in the plant aboveground parts was assessed by ICP-ES method, contents of reduced glutathione form by colorimetry and ascorbic acid by titrimetric method. Nickel content in spinach aboveground parts ranged from 2.00 to 204.5 mg kg–1 d.m. and increased with growing substratum pollution with this element and usually with plant age. The plants contained from 31 to 238 g GSH g–1 f.m. In the first three objects with 0o, Io and IIo degree of substratum pollution according to IUNG classification, this antioxidant contents were higher in comparison with its amount in plants from the control and objects with lower degree of pollution. In the object with the highest nickel dose application, GSH content in plants decreased significantly in comparison with plants from the other objects, while the plants on this object died shortly after germination. Ascorbic acid content in spinach in the both years of experiments ranged from 24.13 to 73.09 mg 100 g–1 f.m. and increased in plants from the successive objects with growing substratum contamination with nickel. In the first phase of growth spinach plants contained generally much more of GSH and AsA, which indicated much better efficiency of the antioxidative system at the initial period of growth.

PL

W pracy podjęto próbę oceny aktywności systemu antyoksydacyjnego komórek roślin szpinaku odmiany ‘Matador’ rosnących w glebie zanieczyszczonej Ni. Materiał roślinny do analiz pozyskano w dwóch doświadczeniach wazonowych prowadzonych w latach 2010 i 2011 w hali wegetacyjnej stacji doświadczanej 996 Monika Arasimowicz et al Uniwersytetu Rolniczego w Krakowie. W częściach nadziemnych roślin oznaczono zawartość Ni metodą ICP-ES, zredukowanej formy glutationu metodą kolorymetryczną oraz kwasu askorbinowego metodą miareczkową. Zawartość niklu w częściach nadziemnych szpinaku wynosiła od 2,00 do 204,5 mg kg–1 s.m. i zwiększała się wraz ze stopniem zanieczyszczenia podłoża tym pierwiastkiem oraz na ogół wraz z wiekiem roślin. Rośliny zawierały od 31 do 238 g GSH g–1 ś.m. W roślinach z pierwszych trzech obiektów o zanieczyszczeniu podłoża odpowiadającym 0o, Io, IIo , według klasyfikacji IUNG, zawartość tego antyoksydantu była większa w porównaniu z zawartością GSH w roślinach z obiektu kontrolnego i obiektów o niższym stopniu zanieczyszczenia. W obiekcie z największym zastosowanym dodatkiem niklu zawartość GSH w roślinach zmniejszyła się istotnie w porównaniu z roślinami z pozostałych obiektów, a rośliny z tego obiektu obumarły niedługo po wschodach. Zawartość kwasu askorbinowego w szpinaku w obydwu latach doświadczeń mieściła się w przedziale od 24,13 do 73,09 mg 100 g–1 ś.m. i zwiększała się w roślinach z kolejnych obiektów o coraz większym zanieczyszczeniu podłoża niklem. Rośliny szpinaku w pierwszej fazie wzrostu zawierały na ogół znacznie więcej GSH i AsA, co wskazuje na znacznie wyższą sprawność systemu antyoksydacyjnego roślin w początkowym okresie wzrostu.

Słowa kluczowe

EN

antioxidative system; glutathione; ascorbic acid; nickel; spinach

PL

system antyoksydacyjny; glutation; kwas askorbinowy; nikiel; szpinak

• Wydawca: Towarzystwo Chemii i Inżynierii Ekologicznej
• Czasopismo: Ecological Chemistry and Engineering. A
• Rocznik: 2013
• Tom: Vol. 20, nr 9
• Strony: 987--997
• Opis fizyczny: Bibliogr. 33 poz., tab., rys., wykr.

Twórcy

autor

Arasimowicz M.

• Department of Agricultural and Environmental Chemistry, University of Agriculture in Krakow, al. A. Mickiewicza 21, 31–120 Kraków, Poland, phone: [phone], fax [phone]

autor

Wiśniowska-Kielian B.

• Department of Agricultural and Environmental Chemistry, University of Agriculture in Krakow, al. A. Mickiewicza 21, 31–120 Kraków, Poland, phone: [phone], fax [phone]

autor

Niemiec M.

• Department of Agricultural and Environmental Chemistry, University of Agriculture in Krakow, al. A. Mickiewicza 21, 31–120 Kraków, Poland, phone: [phone], fax [phone]

Bibliografia

• [1] Igamberdiev A, Hill R. J Exp Bot. 2004;55:2473-2482. DOI: 10.1093/jxb/erh272.
• [2] Bartosz G. Druga twarz tlenu. Wolne rodniki w przyrodzie. Warszawa: Wyd. Nauk. PWN; 2003.
• [3] Loscos J, Matamoros MA, Becana M. Plant Physiol. 2008;146:1282-1292. DOI: 10.1104/pp.107.114066.
• [4] Del Rio LA, Sandalio LM, Corpas FL, Palma JM, Barroso JB. Plant Physiol. 2006;141(2):330-335. DOI: 10.1093/jexbot/53.372.1255.
• [5] Sagi M, Fluhr R. Plant Physiol. 2006;141:336-340.
• [6] Smirnoff N, Wheeler GL. Biochem Mol Biol. 2000;35(4):291-314.
• [7] Woźny A, Goździcka-Józefiak A. Reakcje komórek roślin na czynniki stresowe. Tom 2. Poznań: Wyd Nauk UAM; 2010.
• [8] Sharma MK, Buettner GR. Free Rad Biol Med. 1993;14:649-653.
• [9] Azzi A, Stocker A. Prog Lipid Res. 2000;39:231-255. DOI: 10.1016/S0163-7827(00)00006-0.
• [10] Potters G, De Gara L, Asard H, Horemans N. Plant Physiol Biochem. 2002;40:537-548.
• [11] Conklin P, Gatzek S, Wheeler G, Dowdle J, Raymond M, Rolinski S, Isupov M, Littlechild JA, Smirnoff N. J Biol Chem. 2006;281:15662-15670.
• [12] Asada K. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 1999;50:601-639.
• [13] Pastori G, Kiddle G, Antoniw J, Bernard S, Veljovic-Jovanovic S, Verrier P, Noctor G, Foyer C. Plant Cell. 2003;15:939-951.
• [14] Foyer CH, Noctor G. Plant Physiol. 2011;155:2-18. DOI: 10.1104/pp.110.167569.
• [15] Foyer CH, Halliwell B. Planta. 1976;133:21-25.
• [16] Kabata-Pendias A, Piotrowska M, Motowicka-Terelak T, Maliszewska-Kordybach B, Filipiak K, Krakowiak A, Pietruch Cz. Podstawy oceny chemicznego zanieczyszczenia gleb. Metale ciężkie, siarka i WWA. Biblioteka Monitoringu Środowiska. Warszawa: Państwowa Inspekcja Ochrony Środowiska; 1995:34 p.
• [17] Guri A. Can J Plant Sci. 1983;63:733-737.
• [18] Bessey OA, King CG. J Biol Chem. 1933;103:687-698.
• [19] Guerrant NB, Rasmussen RA, Dutcher RA. J Nutr. 1935;9(6):667-675.
• [20] Okeri HA, Alonge PO. Pak J Pharm Sci. 2006;19(1):39-44.
• [21] Chen C, Huang D, Liu J. Clean – Soil Air Water. 2009;37(4-5):304-313. DOI: 10.1002/clen.200800199.
• [22] Kabata-Pendias A, Pendias H. Biogeochemia pierwiastków śladowych. Warszawa: PWN; 1999.
• [23] Molas J. Pobieranie niklu przez rośliny Brassica oleracea L oraz jego fitotoksyczność w zależności od formy chemicznej dodanej do podłoża. Lublin: Wyd Uniwersytetu Przyrodniczego w Lublinie; 2010; Rozp Nauk. 341:142 p.
• [24] Hawrylak B, Szymańska M. Cell Mol Biol Letters. 2004;9:329-336.
• [25] Srivastava M, Dwivedi U. Plant Physiol. 1998;153:409-414. DOI: 10.1016/S0176-1617(98)80168-5.
• [26] Starck Z, Chołuj D, Niemyska B. Fizjologiczne reakcje roślin na niekorzystne czynniki środowiska. Wyd 2. Warszawa: Wyd SGGW; 1995.
• [27] Foyer CH, Lopez-Delgado H, Dat JF, Scott IM. Physiol Plantarum. 1997;100:241-254. DOI: 10.1111/j.1399-3054.1997.tb04780.x.
• [28] Kowalska I. Rocz AR Pozn. CCCLX, Ogrodn. 2004;38:105-110.
• [29] Ogunlesi M, Okiei W, Azee LZ, Obakach V, Osunsanmi M, Nkenchor G. Int J Electrochem Sci. 2010;5:105-115.
• [30] Hamnee K, Bernstein L, Maynaed L. J Nutr. 1944;9:85-97.
• [31] Ward G. Can J Plant Sci. 1962;46:206-213.
• [32] Mahan J, Wanjura D. Crop Sci. 2005;45:193-201.
• [33] Esselen WB, Fellers JR, Isgur B. J Nutrition. 1937;14(5):503-511.