Production and optimization of exocellular lipases produced by Proteus mirabilis

• Autorzy: Nabrdalik M.

Identyfikatory

DOI

10.2429/proc.2016.10(1)046

Warianty tytułu

PL

Produkcja i optymalizacja zewnątrzkomórkowych lipaz Proteus mirabilis

• Konferencja: ECOpole’16 Conference (5-8.10.2016, Zakopane, Poland)
• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Lipases are produced by plants, animals and microorganisms, but only those produced by the microorganisms are important to industry due to their various enzymatic properties and substrate specificity. Despite the fact, that such enzymes are synthesized by many species of microorganisms, new environmental strains able to synthesize exocellular lipases are searched for. The aim of conducted research was to assess the lipolytic activity of Proteus mirabilis depending on pH and temperature. The activity was analysed in the pH range between 4-9 and temperatures 5-60ºC. The lipolytic activity was assessed by means of titration and the results were presented as the amount of released μmoles of fatty acids. The analysis of pH influence showed that the highest amount of μmoles of fatty acids was released by the strain under study at pH 4 (264.75 μmol/cm3). Synthesized lipases were most active at 35-45ºC and the amount of released μmoles of fatty acids ranged between 264.75 and 116.25 μmol/cm3. Lipases produced by P. mirabilis due to their biological activity showed in the wide range of pH and temperature may be an alternative to lipolytic products currently applied in the industry.

PL

Lipazy są wytwarzane przez rośliny, zwierzęta i mikroorganizmy, ale tylko te pochodzenia mikrobiologicznego są ważne dla przemysłu ze względu na zróżnicowane właściwości enzymatyczne i specyficzność substratową. Mimo że enzymy te są syntetyzowane przez wiele gatunków mikroorganizmów, to nadal poszukuje się nowych, środowiskowych szczepów zdolnych do syntezy zewnątrzkomórkowych lipaz. Celem przeprowadzonych badań była ocena aktywności lipolitycznej Proteus mirabilis w zależności od pH oraz temperatury. Aktywność lipolityczną analizowano w zakresie pH 4-9 oraz w temperaturach 5-60ºC. Do oznaczenia aktywności lipolitycznej posłużono się metodą miareczkową, a wyniki podano jako ilość uwolnionych μmoli kwasów tłuszczowych. Analizując wpływ pH, stwierdzono, iż najwięcej μmoli kwasów tłuszczowych badany szczep uwolnił przy pH 4 (264,75 μmol/cm3). Lipazy syntetyzowane przez badany szczep wykazywały największą aktywność, gdy reakcję prowadzono w zakresie temperatur 35-45ºC. Ilość uwolnionych wówczas μmoli kwasów tłuszczowych mieściła się w przedziale od 264,75 do 116,25 μmol/cm3. Lipazy P. mirabilis ze względu na aktywność biologiczną w szerokim zakresie pH oraz temperatury mogą stać się alternatywą dla obecnych na rynku preparatów lipolitycznych stosowanych w przemyśle.

Słowa kluczowe

EN

Proteus mirabilis; lipolytic activity; culturing conditions

PL

Proteus mirabilis; aktywność lipolityczna; warunki hodowli

• Wydawca: Towarzystwo Chemii i Inżynierii Ekologicznej
• Czasopismo: Proceedings of ECOpole
• Rocznik: 2016
• Tom: Vol. 10, No. 2
• Strony: 447--454
• Opis fizyczny: Bibliogr. 13 poz., wykr.

Twórcy

autor

Nabrdalik M.

• Chair of Biotechnology and Molecular Biology, University of Opole, ul. kard. B. Kominka 6a, 45-032 Opole, Poland, phone [phone]

Bibliografia

• [1] Industrial Enzymes Market by Type (Amylases, Cellulases, Proteases, Lipases, and Phytases), Application (Food & Beverages, Cleaning Agents, and Animal Feed), Source (Microorganism, Plant, and Animal), and Region - Global Forecast to 2022. http://www.marketsandmarkets.com/Market-Reports/industrial-enzymesmarket-237327836.htcm3.
• [2] Gupta R, Gupta N, Rathi P. Appl Microbiol Biotechnol. 2004;64:763-781. DOI: 10.1007/s00253-004-1568-8.
• [3] Li S, Yang X, Yang S, Zhu M, Wang X. Comput Struct Biotechnol J. 2012;2(3):e201209017. DOI: 10.5936/csbj.201209017.
• [4] Arpigny JL, Jaeger E-K. Biochem J. 1999;343(1):177-183. DOI: 10.1042/bj3430177.
• [5] Lasoń E, Ogonowski J. Chemik. 2010;64(2):97-102. http://www.chemikinternational.com/pdf/2010/02_2010/chemik_02_2010_100_102.pdf.
• [6] Salihu A, Alama MZ, Abdul Karima MI, Salleha HM. Resour Conserv Recy. 2012;58(1):36-44. DOI: 10.1016/j.resconrec.2011.10.007.
• [7] Rashid N, Shimada Y, Ezaki S, Atomi H, Imanaka T. Appl Environ Microbiol. 2001;97(9):4064-4069. DOI: 10.1128/AEM.67.9.4064-4069.2001.
• [8] Borrelli GM, Trono D. Int J Mol Sci. 2015;16:20774-20840. DOI: 10.3390/ijms160920774.
• [9] Mobarak-Qamsari E, Kasra-Kermanshahi R, Moosavi-nejad Z. Iran J Microbiol. 2011;3(2):92-98. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3279805/pdf/IJM-3-092.pdf.
• [10] Andualema B, Gessesse A. Biotechnology. 2012;11:100-118. DOI: 0.3923/biotech.2012.100.118.
• [11] Bradoo S, Saxena R, Gupta R. World J Microbiol Biotechnol. 1999;15:87-91. DOI: 10.1023/A:1008835015132.
• [12] Korman TP, Bowie JU. PLoS ONE. 2012;7(12):e52890. DOI: 10.1371/journal.pone.0052890.
• [13] Korman TP, Sahachartsiri B, Charbonneau DM, Huang GL, Beauregard M, Bowie JU. Biotechnology Biofuels. 2013;6(70):1-13. DOI: 10.1186/1754-6834-6-70.