Zastosowanie metod biologii molekularnej w ocenie narażenia zawodowego na szkodliwe czynniki biologiczne

• Autorzy: Bakal A. , Górny R. , Ławniczek-Wałczyk A. , Cyprowski M.

Identyfikatory

DOI

10.5604/01.3001.0009.9478

Warianty tytułu

EN

Molecular biology methods in assessing occupational exposure to harmful biological agents

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Obowiązkiem każdego pracodawcy jest zapewnienie pracownikom bezpiecznych warunków w miejscu zatrudnienia. W tym celu niezbędna jest identyfikacja i eliminacja możliwych do usunięcia zagrożeń oraz zapewnienie odpowiednich środków ochrony zarówno zbiorowej, jak i indywidualnej. Wśród szkodliwych czynników środowiska pracy, jednymi z bardziej istotnych są czynniki biologiczne. Stanowią one częstą przyczynę chorób zawodowych w Polsce. Mogą oddziaływać na organizm człowieka, powodując dolegliwości o charakterze: alergicznym, drażniącym, zakaźnym, toksycznym oraz rakotwórczym. Do tych czynników biologicznych zaliczamy: mikroorganizmy (bakterie, grzyby), wirusy, pasożyty człowieka oraz aktywne biologicznie substancje chemiczne będące produktami metabolizmu drobnoustrojów (np. mykotoksyny).W laboratoryjnej identyfikacji zagrożeń biologicznych najczęściej są obecnie wykorzystywane metody: hodowlane, mikroskopowe i biochemiczne. Mimo niewątpliwych zalet i rozpowszechnienia, mają one jednak swoje ograniczenia. Większość z nich pozwala na identyfikację jedynie mikroorganizmów żywych, zdolnych do wzrostu w warunkach laboratoryjnych. Jak wskazują wyniki badań, takie drobnoustroje stanowią jedynie niewielki odsetek w ekstremalnych przypadkach zaledwie 1%) społeczności występującej w danym środowisku. W artykule zostały przedstawione metody biologii molekularnej (wykorzystujące analizę DNA) pozwalające na: identyfikację jakościową i ilościową drobnoustrojów, określenie ich cech biochemicznych oraz uzyskanie profilu gatunkowego mikroorganizmów występujących w danym środowisku, bez konieczności ich hodowli w warunkach laboratoryjnych. Zastosowanie tych metod pozwala na dokładniejszą identyfikację drobnoustrojów występujących w środowisku pracy, umożliwiając bardziej precyzyjną ocenę narażenia na szkodliwe czynniki biologiczne.

EN

All employers are responsible for ensuring safe working conditions for employees in their workplace. It is necessary to accurately identify and eliminate all hazards that are possible to remove and to ensure proper collective and personal protective measures. Among occupational hazards, biological agents are one of the most important. They are considered as the most frequent cause of occupational diseases in Poland. They can affect human body and cause various adverse health outcomes such as allergies, irritations, infections, toxicoses or even a cancer. Among them we can distinguish harmful microorganisms (bacteria, viruses, fungi), human parasites and biologically active chemical compounds produced by microorganisms (e.g., fungal mycotoxins). Currently, the most frequent used laboratory procedures to identify biological hazards are culture-based, microscopic and biochemical methods. Despite their unquestionable advantages and widespread presence, these techniques have also important limitations. They only enable identification of microorganisms which are viable and capable to grow in laboratory conditions. As the studies have shown, such microorganisms constitute (in extreme cases) merely 1% of their population present in the environment. This paper presents an overview of molecular biology methods (based on DNA analysis) which allow the qualitative and quantitative identification of microorganisms, determining their biochemical features and enabling to obtain their environmental species profile without the need for their culturing in laboratory conditions. Application of these methods provides more accurate identification of microorganisms present in occupational environment, allowing more precise analysis of potential health risks derived from exposure to harmful biological agents.

Słowa kluczowe

PL

szkodliwe czynniki biologiczne; ryzyko zawodowe; biologia molekularna; PCR; diagnostyka molekularna; genotypowanie drobnoustrojów; molekularny odcisk palca

EN

harmful biological agents; occupational risk; molecular biology; PCR; molecular diagnostics; microorganisms genotyping

• Wydawca: Centralny Instytut Ochrony Pracy - Państwowy Instytut Badawczy
• Czasopismo: Podstawy i Metody Oceny Środowiska Pracy
• Rocznik: 2017
• Tom: Nr 3 (93)
• Strony: 5--16
• Opis fizyczny: Bibliogr. 52 poz., rys.

Twórcy

autor

Bakal A.

• Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy 00-701 Warszawa ul. Czerniakowska 16

autor

Górny R.

• Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy 00-701 Warszawa ul. Czerniakowska 16

autor

Ławniczek-Wałczyk A.

• Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy 00-701 Warszawa ul. Czerniakowska 16

autor

Cyprowski M.

• Centralny Instytut Ochrony Pracy – Państwowy Instytut Badawczy 00-701 Warszawa ul. Czerniakowska 16

Bibliografia

• 1. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.H. (1995). Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation. Microbiol. Rev. 59, 143.
• 2. Be N.A., Thissen J.B., Fofanov V.Y., Allen J.E., Rojas M., Golovko G., Fofanov Y., Koshinsky H., Jaing C.J. (2015). Metagenomic analysis of the airborne environment in urban spaces. Microb. Ecol. 69(2), 346–355.
• 3. Bell T.H., Yergeau E., Maynard C., Juck D., Whyte L.G., Greer C.W. (2013). Predictable bacterial composition and hydrocarbon degradation in Arctic soils following diesel and nutrient disturbance. ISME J. 7, 1200–1210.
• 4. Benson D.A., Cavanaugh M., Clark K., Karsch-Mizrachi I., Lipman D.J., Ostell J., Sayers E.W. (2013) GenBank, Nucl. Acid Res. 41(1), 36–42.
• 5. Blais-Lecours P., Duchaine C., Taillefer M., Tremblay C., Veillette M., Cormier Y., Marsolais D. (2011). Immunogenic properties of archaeal species found in bioaerosols. PLoS One. 6(8), e23326.
• 6. Blais-Lecours P., Perrot P., Duchaine C. (2015). Nonculturable bioaerosols in indoor settings. Impact on health and molecular approaches for detection. Atmos. Environ. 110(6), 45–53.
• 7. Blais-Lecours P., Veillette M., Marsolais D., Cormier Y., Kirychuk S., Duchaine C. (2014). Archaea des bioaérosols de fermes laitières, des poulaillers et des usines d’épuration des eaux usées. Leur rôle dans l’inflammation pulmonaire. IRSST. R-827.
• 8. Bosshard P.P., Abels S., Zbinden R., Böttger E.C., Altwegg M. (1996). Approaches for identification of microorganisms. ASM News 62, 247–250.
• 9. Bosshard P.P., Zbinden R., Abels S., Böddinghaus B., Altwegg M., Böttger E.C. (2006). 16S rRNA gene sequencing versus the API 20 NE system and the VITEK 2 ID-GNB card for identification of nonfermenting Gram-negative bacteria in the clinical laboratory. J. Clin. Microbiol. 44(4), 1359–1366.
• 10. Cayer M.P., Veillette M., Pageau P., Hamelin R., Bergeron M.J., Mériaux A., Cormier Y., Duchaine C. (2007). Identification of mycobacteria in peat moss processing plants: application of molecular biology approaches. Can. J. Microbiol. 53(1), 92–99.
• 11. Chakravorty S., Helb D., Burday M., Connell N., Alland D. (2007). A detailed analysis of 16S ribosomal RNA gene segments for the diagnosis of pathogenic bacteria. J. Microbiol. Meth. 69(2), 330–339.
• 12. Clarridge J.E. (2004). Impact of 16S rRNA gene sequence analysis for identification of bacteria on clinical microbiology and infectious diseases. Clin. Microbiol. Rev. 17(4), 840–862.
• 13. Diel R., Seidler A., Nienhaus A., Rüsch-Gerdes S., Niemann S. (2005). Occupational risk of tuberculosis transmission in a low incidence area. Respir. Res. 14(6), 35.
• 14. Duarte S., Pascoal C., Alves A., Correia A., Cássio F. (2010). Assessing the dynamic of microbial communities during leaf decomposition in a low-order stream by microscopic and molecular techniques. Microbiol. Res. 165, 351–362.
• 15. Dutkiewicz J., Górny R.L. (2002). Biologiczne czynniki szkodliwe dla zdrowia – klasyfikacja i kryteria oceny narażenia. Medycyna Pracy 53(1), 29–39.
• 16. Fisher M.M., Triplett E.W. (1999). Automated approach for ribosomal intergenic spacer analysis of microbial diversity and its application to freshwater bacterial communities. Appl. Environ. Microbiol. 65(10), 4630–4636.
• 17. Hadrys H., Balick M., Schierwater B. (1992). Applications of random amplified polymorphic DNA (RAPD) in molecular ecology. Mol. Ecol. May 1(1), 55–63.
• 18. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M. (1996). Real time quantitative PCR. Genome Res. (6) 986–994.
• 19. Heidelberg J.F., Shahamat M., Levin M., Rahman I., Stelma G., Grim C., Colwell R.R. (1997). Effect of aerosolization on culturability and viability of Gram-negative bacteria. Appl. Environ. Microbiol. 63(9), 3585– 3588.
• 20. Henry T., Iwen P.C., Hinrichs S.H. (2000). Identification of Aspergillus species using internal transcribed spacer regions 1 and 2. J. Clin. Microbiol. 38(4), 1510–1515.
• 21. Hospodsky D., Yamamoto N., Peccia J. (2010). Accuracy, precision, and method detection limits of quantitative PCR for airborne bacteria and fungi. Appl. Environ. Microbiol. 76(21), 7004–7012.
• 22. International Human Genome Sequencing Consortium (2001). Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature 409(6822), 860–921.
• 23. Jünemann S., Prior K., Szczepanowski R., Harks I., Ehmke B., Goesmann A., Stoye J., Harmsen D. (2012). Bacterial community shift in treated periodontitis patients revealed by ion torrent 16S rRNA gene amplicon sequencing. PLoS One 7(8), e41606.
• 24. Kermani F., Shams-Ghahfarokhi M., Gholami-Shabani M., Razzaghi-Abyaneh M. (2016). Diversity, molecular phylogeny and fingerprint profiles of airborne Aspergillus species using random amplified polymorphic DNA. World J. Microbiol. Biotech. 32(6), 96.
• 25. Kox L.F., van Leeuwen J., Knijper S., Jansen H.M., Kolk A.H. (1995). PCR assay based on DNA coding for 16S rRNA for detection and identification of mycobacteria in clinical samples. J. Clin. Microbiol. 33(12), 3225–3233.
• 26. Lee S.H., Lee H.J., Kim S.J., Lee H.M., Kang H., Kim Y.P. (2010). Identification of airborne bacterial and fungal community structures in an urban area by T-RFLP analysis and quantitative real-time PCR. Sci. Total Environ. 408(6), 1349–1357.
• 27. Leema G., Chou D.S., Jesudasan C.A., Geraldine P., Thomas P.A. (2011). Expression of genes of the aflatoxin biosynthetic pathway in Aspergillus flavus isolates from keratitis. Mol. Vis. 17(11), 2889–2897.
• 28. Li K. (2011). Molecular comparison of the sampling efficiency of four types of airborne bacterial samplers. Sci. Total Environ. 409(24), 5493–5498.
• 29. Liu L., Li Y., Li S., Hu N., He Y., Pong R., Lin D., Lu L., Law M. (2012). Comparison of next-generation sequencing systems. J. Biomed Biotech. 2012, 1–11.
• 30. Ławniczek-Wałczyk A., Gołofit-Szymczak M., Cyprowski M., Stobnicka A., Górny R.L. (2017). Monitoring of bacterial pathogens at workplaces in power plant using biochemical and molecular methods. Int. Arch. Occup. Environ. Health DOI 10.1007/s00420-017-1197-z.
• 31. Ma Y., Zhang H., Du Y., Tian T., Xiang T., Liu X., Wu F., An L., Wang W., Gu J.D., Feng H. (2015) The community distribution of bacteria and fungi on ancient wall paintings of the Mogao Grottoes. Sci. Rep. 5, 7752.
• 32. Ménard C., Brousseau R., Mouton C. (1992). Application of polymerase chain reaction with arbitrary primer (APPCR) to strain identification of Porphyromonas (Bacteroides) gingivalis. FEMS Microbiol. Lett. 74(2-3), 163– 168.
• 33. Mullis K.B., Faloona F.A. (1987). Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction. Methods Enzymol. 155, 335–350.
• 34. Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. (1993). Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA. Appl. Environ. Microbiol. 59(3), 695–700.
• 35. Nadkarni M.A., Martin F.E., Jacques N.A., Hunter N. (2002). Determination of bacterial load by real-time PCR using a broad-range (universal) probe and primers set. Microbiology 148, 257–266.
• 36. Nehmé B., Gilbert Y., Létourneau V., Forster R.J., Veillette M., Villemur R., DuchaineC. (2009). Culture-Independent characterization of archaeal biodiversity in swine confinement building bioaerosols. Appl. Environ. Microbiol. 75(17), 5445–5450.
• 37. Nilsson H.O., Taneera J., Castedal M., Glatz E., Olsson R., Wadström T. (2000). Identification of Helicobacter pylori and other Helicobacter species by PCR, hybridization and partial DNA sequencing in human liver samples from patients with primary sclerosing cholangitis or primary biliary cirrhosis. J. Clin. Microbiol. 38, 1072– 1076.
• 38. Oliver J.D., Nilsson L., Kjelleberg S. (1991). Formation of nonculturable Vibrio vulnificus cells and its relationship to the starvation state. Appl. Environ. Microbiol. 57(9), 2640–2644.
• 39. Orsini M., Laurenti P., Boninti F., Arzani D., Lanni A., Romano-Spica V. (2002). A molecular typing approach for evaluating bioaerosol exposure in wastewater treatment plant workers. Water Res. 36(5), 1375–1378.
• 40. Paez-Rubio T., Viau E.J., Romero-Hernandez S., Peccia J. (2005). Source bioaerosol concentration and rRNA gene-based identification of microorganisms aerosolized at a flood irrigation wastewater reuse site. Appl. Environ. Microbiol. 71(2), 804–810.
• 41. Pillai S.D., Widmer K.W., Dowd S.E., Ricke S.C. (1996). Occurrence of airborne bacteria and pathogen indicators during land application of sewage sludge. Appl. Environ. Microbiol. 62(1), 296–299.
• 42. Ramachandran D., Bhanumathi R., Singh D.V. (2007). Multiplex PCR for detection of antibiotic resistance genes and the SXT element: application in the characterization of Vibrio cholerae. J. Med. Microbiol. 56(3), 346–351.
• 43. Roszak D.B., Grimes D.J., Colwell R.R. (1984). Viable but nonrecoverable stage of Salmonella enteritidis in aquatic systems. Can. J. Microbiol. 30(3), 334–338.
• 44. Sanger F., Coulson A.R. (1975). A rapid method for determining sequences in DNA by primed synthesis with DNA polymerase. J. Mol. Biol. 94(3), 441–448.
• 45. Seifert S.A., von Essen S., Jacobitz K., Crouch R., Lintner C.P. (2003). Organic dust toxic syndrome: a review. J. Toxicol. Clin. Toxicol. 41(2), 185–193.
• 46. Stärk K.D., Nicolet J., Frey J. (1998). Detection of Mycoplasma hyopneumoniae by air sampling with a nested PCR assay. Appl. Environ. Microbiol. 64(2), 543–548.
• 47. Szeszenia-Dąbrowska N., Wilczyńska U. (2016). Choroby zawodowe w Polsce w 2015 r. Łódź, Instytut Medycyny Pracy.
• 48. Tanaka D., Terada Y., Nakashima T., Sakatoku A., Nakamura S. (2015). Seasonal variations in airborne bacterial community structures at a suburban site of central Japan over a 1-year time period using PCR-DGGE method. Aerobiologia 31(6), 143–157.
• 49. Venter J.C. i in. (2001). The sequence of the human genome. Science. 291(5507), 1304–1351.
• 50. Woese C.R. (1987). Bacterial evolution. Microbiol. Rev. 51, 221–271.
• 51. Yamamoto S., Terai A., Yuri K., Kurazono H., Takeda Y., Yoshida O. (1995). Detection of urovirulence factors in Escherichia coli by multiplex polymerase chain reaction. FEMS Immunol. Med. Mic. 12(2), 85–90.
• 52. Yergeau E., Lawrence J.R., Sanschagrin S., Waiser M.J., Korber D.R., Greer C.W. (2012). Next-generation sequencing of microbial communities in the Athabasca River and its tributaries in relation to oil sands mining activities. Appl. Environ. Microbiol. 78, 7626–7637.

Uwagi

Opracowanie ze środków MNiSW w ramach umowy 812/P-DUN/2016 na działalność upowszechniającą naukę (zadania 2017).