Zastosowanie pomiaru impedancji do oceny rozwoju biofilmu w systemach wodociągowych

• Autorzy: Biedroń I. , Trusz-Zdybek A. , Traczewska T. , Piekarska K.

Warianty tytułu

EN

Applications of impedance measurement for evaluation of biofilm development in water supply systems

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

W sieciach wodociągowych około 99% mikroorganizmów bytuje przede wszystkim w postaci biofilmu (błony biologicznej). Dojrzały biofilm składa się z wielu gatunków drobnoustrojów o różnych preferencjach pokarmowych i tlenowych, otoczonych warstwą zewnątrzkomórkowych substancji (EPS). W składzie gatunkowym błon biologicznych wyróżnia się określone podklasy Proteobacteria, których obecność uzależniona jest od materiału z jakiego wykonana jest sieć wodociągowa oraz wieku biofilmu. Obecnie występowanie biofilmu w sieci wodociągowej jest parametrem niemonitorowanym, jednak stanowi kluczowy problem w przypadku wtórnych zanieczyszczeń wody mikroorganizmami, jak również skutkuje stratami finansowymi wynikającymi z zachodzącej pod wpływem aktywności metabolicznej biofilmu biokorozji. Błona biologiczna może być również rezerwuarem drobnoustrojów patogennych i potencjalnie patogennych (m.in. Legionella spp., Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Campylobacter spp.). Zastosowanie specjalnie dobranego czujnika w połączeniu z odpowiednio skalibrowanymi pomiarami składowej wartości impedancji umożliwiają monitorowanie obecności biofilmu na wewnętrznych powierzchniach rur sieci wodociągowej. Metoda impedancyjna sprawdza się w przypadku detekcji błony biologicznej w sieciach zbudowanych z polipropylenu i polietylenu, które są obecnie najczęściej stosowanymi tworzywami wykorzystywanymi do budowy instalacji wodociągowych. Stwierdzono, że poprzez odpowiedni dobór częstotliwości pomiarowej można z dużym wyprzedzeniem zasygnalizować potencjalny zryw błony biologicznej, który istotnie wpłynie na wzrost liczby form planktonicznych mikroorganizmów w sieci wodociągowej oraz potwierdzać zjawisko zrywu w jego rzeczywistym czasie.

EN

At present, biofilm formation in water-pipe network is the unmonitored parameter, it is the key problem in case of secondary water contamination with microorganisms and leads to financial losses resulting from biocorrosion under the influence of metabolic activity Using of a specially selected sensor in conjunction with a properly calibrated impedance measurement system allows to monitor the presence of biofilm on the inner surfaces of the pipe in water supply systems. Impedance method proves true in case of biofilm detection in installations made of polypropylene and polyethylene, which are currently the most often applied materials. It was stated that due to adequate measurement frequency selection it is possible to predict the potential biofilm break off in advance, which would essentially influence on the increase of the number of planktonic microorganism forms in water-pipe networks and confirm the break off phenomenon in its real time.

Słowa kluczowe

PL

biofilm; impedancja; sieć wodociągowa; polipropylen; polietylen

EN

biofilm; impedance; monitoring; water-pipe networks; polypropylene; polyethylene

• Wydawca: Ośrodek Informacji "Technika instalacyjna w budownictwie''
• Czasopismo: Instal
• Rocznik: 2013
• Tom: nr 5
• Strony: 37--42
• Opis fizyczny: Bibliogr. 21 poz., rys., tab.

Twórcy

autor

Biedroń I.

autor

Trusz-Zdybek A.

autor

Traczewska T.

autor

Piekarska K.

• Instytut Inżynierii Ochrony Środowiska, Politechnika Wrocławska, Wrocław

Bibliografia

• [1] Aguilerahttp://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0166445X08001537 – aff1 A., Souza-Egipsyhttp://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0166445X08001537 – aff1 V., San Martín-Úriz P., Amils R.: Extracellular matrix assembly in extreme acidic eukaryotic biofilms and their possible implications in heavy metal adsorption, ,,Aquatic Toxicology Vol. 88, 257–266, 2008.
• [2] Martiny A., Jørgensen T., Albrechtsen H., Arvin E., Molin http://aem.asm.org/content/69/11/6899.full – aff-1 S.: Identification of Bacteria in Biofilm and Bulk Water Samples from a Nonchlorinated Model Drinking Water Distribution System: Detection of a Large Nitrite-Oxidizing Population Associated with Nitrospira spp.;Appl. Environ. Microbiol., Vol. 71, 8611-8617, 2005.
• [3] Martiny A., Jørgensen T., Albrechtsen H., Arvin E., Molin http://aem.asm.org/content/69/11/6899.full – aff-1 S.: Long-Term Succession of Structure and Diversity of a Biofilm Formed in a Model Drinking Water Distribution System;,Appl. Environ. Microbiol., vol. 69, 6899-6906, 2003.
• [4] Buswell Http://aem.asm.org/content/64/2/733.Full – Aff-1 C., Herlihy Y., Lawrencel., Mcguiggan J., Marsh P., Keevil C., Leach S.: Extended Survival and Persistence of Campylobacterspp. in Water and Aquatic Biofilms and Their Detection by Immunofluorescent-Antibody and – rRNA; Appl. Environ. Microbiol. Vol. 64, 733-741, 1998.
• [5] Lechevallier M., Welch N., Smith D.: Full-Scale Studies of Factors Related to Coliform Regrowth in Drinking Water; Appl. Environ. Microbiol., 62(7), 2201-2211, 1996.
• [6] Beech I., Sunner J.: Biocorrosion: towards understanding interactions between biofilms and metals; Current Opinion in Biotechnology, 15, 181–186, 2004.
• [7] Emtiazi F., Schwartz T., Marten S., Sidenstein P., Obst U.: Investigation of natural biofilms formed during the production of drinking water from surface water embankment filtration; Water Research, 38, 1197–1206, 2004.
• [8] Byrd J., Xu H., Colwell R.: Viable but nonculturable bacteria in drinking water. Appl Environ Microbiol., 57(3), 875–878, 1999.
• [9] Wingender J., Flemming H.: Biofilms in drinking water and their role as reservoir for pathogens; International Journal of Hygiene and Environmental Health, Vol. 214, 417–423, 2011.
• [10] Dalton H., Poulsen L., Halasz P., Angles M., Goo Dman A., Marshall K.: Substratuminduced morphological changes in a marine bacterium and their relevance to biofilm structure. J. Bacteriol., Vol. 176, 6900-6906, 1994.
• [11] Flemming H.: Biofouling in water systems – cases, causes and countermeasures Applied Microbiology and Biotechnology, Vol. 59, 629-640, 2002.
• [12] Allison D., Ruiz B., Sanjose C., Jaspe A., Gilbert P.: Extracellular products as mediators of the formation and detachment of Pseudomonas fluorescens biofilms; FEMS Microbiology Letters, Vol. 167, 179–184, 1998.
• [13] Pal A., Indian P.: Microbial extracellular polymeric substances: central elements in heavy metal bioremediation; J. Microbiol., 48, 49–64, 2008.
• [14] Y Ing W., Yang F., Bick A., Oron G., Herzberg M.: Extracellular Polymeric Substances (EPS) in a Hybrid Growth Membrane Bioreactor (HG-MBR): Viscoelastic and Adherence Characteristics; Environ. Sci. Technol., Vol. 44, 8636–8643, 2010.
• [15] Wang H., Hu C., Hu X., Yang M., Qu J.; Effects of disinfectant and biofilm on the corrosion of cast iron pipes in a reclaimed water distribution system; Water Research Vol. 46, 1070–1078, 2012.
• [16] Manuel C., Nunes O., Melo L.: Unsteady state flow and stagnation in distribution systems affect the biological stability of drinking water, Biofouling Vol. 26, 129-139, 2010.
• [17] Kim T., Kang J., Lee Jh., Yoo N J.: Influence of attached bacteria and biofilm on double-layer capacitance during biofilm monitoring by electrochemical impedance spectroscopy Water Research, Vol. 45, 4615–4622, 2011.
• [18] Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 29 marca 2007r., w sprawie jakości wody przeznaczonej do spożycia przez ludzi, Dziennik Ustaw Nr 61, Poz.417
• [19] Traczewska T.M., Sitarska M., Trusz-Zdybek A.: Formation of biofilm in tap water supply networks. Environmental Engineering III, Taylor &Francis Ltd, 533-538, 2010
• [20] Y Ang L., Ruan C., Li Y.: Detection of viable Salmonella typhimurium by impedance measurement of electrode capacitance and medium resistance. Biosensors and Bioelectronics, 19, p. 495-502, 2003.
• [21] Felice C., Madrid R., Olivera J., Rotger V., Valentinuzzi M.: Impedance microbiology: quantification of bacterial content in milk by means of capacitance growth curves. Journal of Microbiological Methods 35, p. 37-42, 1999.