Simple HPLC analysis of tocopherols and cholesterol from specimens of animal origin

• Autorzy: Czauderna M. , Kowalczyk J. , Niedźwiedzka K. M.

Warianty tytułu

PL

Prosta metoda analizy tokoferoli i cholesterolu w próbkach pochodzenia zwierzęcego

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

An improved saponification method followed by original isocratic high-performance liquid chromatography (HPLC) with photodiode detection (996 PAD, Waters) and/or fluorescence detection (474 Waters) for simultaneous analysis of cholesterol (CHOL) and δ-, α y-tocopherols (δ-T, α-T and y-T; forms of vitamin E) has been described. The method involved direct saponification of sample solutions flushed with a stream of argon, in the presence of vitamin C, followed by isocratic liquid chromatographic elution (Nova Pak C₁₈column, 4 μm, 300 x 3.9 mm, I.D., Waters) and photodiode detection (UV) at 205 nmand/or fluorescence monitoring (&lambdaex/&lambdaem; = 290/327 nm). Reversed-phase HPLC analyses have revealed that the optimum separation of CHOL and tocopherol from endogenous substances in biological samples can be obtained using the mobile phase containing 17% propan-2-ol and 83% of acetonitrile (v/v) at the flow rate of 1.5 mLmin^-1. Applying isocratic elution with UV monitoring at 205 nm and fluorescence detection, 8-T, a-T, y-T and CHOL were eluted after 6.19 š 0.09, 7.01 š 0.08, 7.79 š 0.08 and 14.7 š 0.2 min, respectively.UV detection at 205 nm assured better detector responses for all tocopherols compared to other wavelengths. Detailed investigations have proven that alkaline saponification at 80°C for 15 min followed by isocratic chromatographic elution and UV and fluorescence detection enable simple and satisfactory simultaneous analysis of CHOL and &delta-; α y-tocopherols in specimens of animal origin.

PL

Opisano poprawioną metodę jednoczesnego oznaczania cholesterolu oraz 5-, a- i y-tokoferoli (trzy formy witaminy E). Metoda polega na zmydlaniu próbki i następnie zastosowaniu oryginalnej, izokratycznej, wysokosprawnej chromatografii cieczowej z detekcją wykorzystującą fotodiodę (996 PAD Waters) oraz zdetekcjąfluorescencyjną (474 Waters). Zmydlanie próbki prowadzono w roztworze mieszanym strumieniem argonu w obecności witaminy C. Inne warunki onaczanie: kolumna Nova Pak C₁₈ 4 μm, 300 x 3,9 mm I.D., Waters; detekcja w nadfiolecie - 205 nm; fluorescencja:λex/ λem= 290/327 nm. W układzie odwróconych faz najlepsze rozdzielenie otrzymano w przypadku fazy ruchomej o składzie objętościowym: propan-2-ol — 17% i acetonitryl - 83%. Po rozdzieleniu piki δ-, α- i y-tokoferoli oraz chloroform pojawiły się w czasach: 6,19 š 0,09, 7,01 š 0,08, 7,79 š 0,08 and 14,7 š 0,2min. Najlepszą detekcję UV, dla wszystkich tokoferoli, otrzymano przy długości fali 205 nm. Stwierdzono również, że ługowanie alkaliczne w 80°C przez 15 min umożliwia prostą, jednoczesną chromatograficzną analizę tokoferoli w próbkach pochodzenia zwierzęcego.

Słowa kluczowe

EN

cholesterol; tocopherols; direct saponification; revesed-phase HPLC; photodiode array detection; fluorescence detection; biological materials

PL

cholesterol; tokoferole; detekcja fluorescencyjna; próbki pochodzenia zwierzęcego

• Wydawca: Komitet Chemii Analitycznej PAN
• Czasopismo: Chemia Analityczna
• Rocznik: 2009
• Tom: Vol. 54, No. 2
• Strony: 203--214
• Opis fizyczny: Bibliogr. 20 poz.

Twórcy

autor

Czauderna M.

autor

Kowalczyk J.

autor

Niedźwiedzka K. M.

• The Kielanowski Institute of Animal Physiology and Nutrition, Polish Academy of Science, 05-110 Jabłonna, Poland,

Bibliografia

• 1. Rowe A., Macedo F.A.F., Visentainer J.V., Souza N.E. and Matsushita M., Meat Sci.t 51, 283 (1999).
• 2. Pieszka M, Pol. J. Food Nutr. Sci., 57, 509 (2007).
• 3. Ganji S.H., Kamanna V.S. and Kashyap M.L., J. Mutr. Biochem., 14, 298 (2003).
• 4. Eder K., Muller G., Kluge I., Hirche F. and Brandsch C., Meat Sci., 70, 15 (2005).
• 5. Kumar N. and Singhal O.P., J. Sci. Food Agric., 55, 497 (1992).
• 6. Pieszka M., Paściak P., Janik A., Barowicz T., Wojtysiak D. and Migdal W.. J. Anim. Feed Sci., 15, 37 (2006).
• 7. Pieszka M., Połtowicz K., Barowicz T. and Pietras M., Pol. J. Food Nutr. Sci., 13/14, 303 (2004).
• 8. Schneider C., Mol. Nutr. Food Res., 49, 7 (2005).
• 9. Katsanidis E. and Addis P.B., Free Radical Biol. Med., 27, 1137 (1999).
• 10. Mestre Prates J.A., Goncalves Quaresma M.A., Branquinho Bessa R.J., Andrade Fontes C.M.G. and Mateus Alfaia C.M.P., Food Chem., 94, 469 (2006).
• 11. Chávez-Servin J.L., Castellote A.I. and López-Sabater M.C., J. Chromatogr. A, 1122, 138 (2006).
• 12. Osman H. and Chin V.K., Malay. J. Anal. Sci., 10, 205 (2006).
• 13. Gratzfeld-Husgen A. and Schuster R., HPLC for Environmental Analysis, Hewlett-Packard, France, 1994.
• 14. Chen X.B., Kyle D J. and rskov E.R., J. Chromatogr, 617, 241 (1993).
• 15. Korchazhkina O., Jones E., Czauderna M., Spencer S.A. and Kowalczyk J., Acta Chromatography 16, 48 (2006).
• 16. Czauderna M. and Kowalczyk J., J. Chromatogr. B, 858, 8 (2007).
• 17. Escrivá A., Esteve M.J., Farré R., Frigola A., J. Chromatogr. A, 947, 313 (2002).
• 18. Czauderna M., Kowalczyk J., J. Chromatogr. B, 744, 129 (1997).
• 19. Korchazhkina O., Jones E., Czauderna M., Spencer S.A. and Kowalczyk J., Acta Chromatography 16,48 (2006).
• 20. Zhao B., Tham S.Y., Lu J., Lai M.H., Lee L.K.H. and Moochhala S.M., J. Pharm. Pharmaceut. Sci. (wwvv.ualberta.ca/~csps), 7, 200 (2004).