Determination of volatile components of pine needles from Pinus densiflora S. using solid phase trapping extraction-gas chromatography -mass spectrometry

• Autorzy: Lee J. G. , Lee C. G. , Kwag J. J. , Rhee M. S. , Buglass A. J. , Lee G. H.

Warianty tytułu

PL

Oznaczanie lotnych składników w igłach sosny Pinus densiflora S. przy użyciu półłapkowanej ekstrakcji do fazy stałej oraz chromatografii gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

Volatile components of the needles from Pinus densiflora were studied by gas chromato-graphy-mass spectrometry (GC-MS) applying a new solid phase trapping extraction (SPTE) method and a Magic Chemisorber^™ (MC). In SPTE, a titanium tube of the surface covered with poly dimethyls i loxane (PDMS) was used. The efficiency of SPTE method was studied by varying extraction temperature (20, 35, 50 and 65°C) at a fixed extraction time of 20 min. The optimum temperature was 35°C. Extraction efficiency of SPTE method was compared to that of SPME method under the same optimum conditions (extraction time 20 min, extraction temperature 35°C). For SPTE, extraction efficiency of hydrocarbons increased with the increasing temperature. However, alcohols and carbonyls, such as 2-hexenal, 1-hexanol, and 65-3-hexenol were extracted less efficiently at higher temperatures. Fatty acids, such as capric, lauric, myristic, pentadecanoic, and paimitic were identified by SPTE. but not by SPME under the same (SPTE optimum) experimental conditions.

PL

Związki lotne w igłach sosny Pinus densiflora S. oznaczano za pomocą chromatografii gazowej sprzężonej ze spektrometrią mas. Do oznaczeń zastosowano nową metodę ekstrakcji - półłapkowanie na fazie stałej (SPTE) i Magie Chemisorber^TM (MC). W metodzie SPTE użyto rurki tytanowej, której powierzchnię pokryto polidimetylosiloksanem (PDMS). Badano wydajność metody SPTE w funkcji temperatury (20, 35, 50 i 65°C) przy stałym czasie ekstrakcji (20 min). Jako optymalną temperaturę przyjęto 35°C. Wydajność metody SPTE porównano z wydajnością metody SPME (mikroekstrakcja) stosując te same optymalne warunki. W metodzie SPTE wydajność ekstrakcji węglowodorów rosła wraz z temperaturą. Jednakże alkohole i związki karbonylowe, takie jak: 2-heksanol, 1-heksanol i as-3-heksanol ekstrahowały się w wyższych temperaturach z mniejszą wydajnością. Kwasy tłuszczowe takie jak: kaprowy, laurowy, mirystynowy, pentadekanowy i palmitynowy można było zidentyfikować metodą SPTE, natomiast metoda SPME nie dawała możliwości ich identyfikacji w warunkach optymalnych dla metody SPTE.

Słowa kluczowe

EN

solid phase trapping extraction; pine needles; magic chemisorber; volatile components; gas chromatography-mass spectrometry

PL

ekstrakcja do fazy stałej pułapkowana; igła sosnowa; magic chemisorber; składnik lotny; chromatografia gazowa ze spektrometrią mas

• Wydawca: Komitet Chemii Analitycznej PAN
• Czasopismo: Chemia Analityczna
• Rocznik: 2007
• Tom: Vol. 52, No. 3
• Strony: 411--422
• Opis fizyczny: Bibliogr. 28 poz.

Twórcy

autor

Lee J. G.

autor

Lee C. G.

autor

Kwag J. J.

autor

Rhee M. S.

autor

Buglass A. J.

autor

Lee G. H.

• Department of Tobacco Research, KT&G Central Research Institute, Yuseong-gu, Daejeon 305-805, Korea Fax: [phone],

Bibliografia

• 1. Lee W.T., Colored Standard Illustration of Korean Plants, Academic, Seoul, Korea, 1996.
• 2. Park J.K., Encyclopedia of Chinese Medicine, Gumpark, Seoul, Korea, 1984.
• 3. Arctander S., Perfume and Flavor Materials of Natural Origin, Elizabeth, N.J., USA, 1960.
• 4. Yoon S. W., in: Pine Trees and a Natural Remedy, Academy, Seoul, Korea, 1977.
• 5. Hong T.K., Lim M.H. and Lee J.H., Kor. Food Sci. Ind, 34, 48 (2001).
• 6. Oh S.R., Korean J. Food Sci. Technol., 27, 978 (1995).
• 7. Cho H.W. and Byo K.S., Kor. J. Pharmacogn., 7, 73 (1976).
• 8. Lee J.G., Lee C.G., Jang H.J. and Kwag J.J., Korean J. Food Nutr., 17, 260 (2004).
• 9. Yu E.J., Kim T.H., Kim K.H. and Lee H.J., Flavour Fragr. J., 19, 531 (2004).
• 10. Petrakis P.V., Tsitsimpikou C., Tzakou O., Couladis M., Vagias C. and Roussis V., Flavour Fragr. J. ,16, 249 (2001).
• 11. Kim Y.S. and Shin D.H., Food Microbiology, 22, 37 (2005).
• 12. Arthur C.L. and Pawliszyn J., Anal. Chem., 62, 2145 (1990).
• 13. Cai J., Liu B. and Su Q., J. Chromatogr. A, 930, 1 (2001).
• 14. Yang M.J. and Peppard T., J. Agric. Food Chem. , 42, 1925 (1994).
• 15. Baltussen E., Sandra P., David F. and Cramers C., J. Microcolumn Sep., 11, 737 (1999).
• 16. Bicchi C., Iori C., Rubiolo P. and Sandra P., J. Agric. Food Chem., 50, 449 (2002).
• 17. Leon V.M., Alvarez B., Cobollo M.A., Munoz S. and Valor I., J. Chromatogr. A, 999, 91 (2003).
• 18. Bicchi C., Cordero C., Liberto E., Rubiolo P., Sgorbini B., David F. and Sandra P., J. Chromatogr. A, 1094, 9 (2005).
• 19. Bicchi C., Cordero C., Liberto E., Rubiolo P., Sgorbini B. and Sandra P., J. Chromatogr. A, 1071, 111 (2005).
• 20. Tienpont B., Sandra P., David F. and Bicchi C., J. Microcolumn Sep., 12, 577 (2000).
• 21. Bicchi C., Cordero C., Iori C. and Rubiolo P., J. High Resol. Chromatogr., 23, 539 (2000).
• 22. Van Den Dool H. and Kratz P., J. Chromatogr., 11, 463 (1963).
• 23. Bicchi C., Cordero C., Liberto E., Rubiolo P. and Sgorbini B., J. Chromatogr. A, 1024, 217 (2004).
• 24. Lee J.G., Lee C.G., Kwag J.J., Buglass A.J. and Lee G.H., J. Chromatogr. A, 1089, 227 (2005).
• 25. Eakin N.A.M., Terpenoids and Flavonoids, Academic, N.Y., USA, 1979.
• 26. Arctander S., Perfume and Flavor Chemicals, Elizabeth, N.J., USA, 1969.
• 27. Lee J.G., Lee C.G., Kwag J.J. and Lee G..H., J. Food Nutr., 18, 373 (2005).
• 28. Woo G.Y., Kim K.H., Lee M.J., Lee Y.B. and Yoon J., Korean J. FoodSci. Technol., 5, 1268 (1999).