HPLC separation of some unsaturated and saturated fatty acids

• Autorzy: Czauderna M. , Kowalczyk J.

Warianty tytułu

PL

Rozdzielanie niektórych kwasów tłuszczów nienasyconych i nasyconych za pomocą HPLC

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

HPLC procedure for the determination of saturated fatty acids (from C(8) to C(22)) and some unsaturated fatty acids containing eighteen carbon atoms is described. Milk and intestinal digesta samples were hydrolyzed with 2 mol L(-1) NaOH. The hydrolysates were acidified to pH ~ 2 and free fatty acids were extracted with dichloromethane. Fatty acids were then assayed after derivatizaon with 2,4'-dibromoacetophenone in the presence of triethyla-mine. The separation of derivatized fatty acids was achieved using two C(18) columns and UV detection at 256 nm. Derivatized conjugated linoleic acid isomers (CLA) in the effluent were monitored using UV detection at 235 and 256 nm (method I). Gradient elution with UV detection at 234.5 nm (method II) allowed the determination of CLA without derivatization. The low detection limits (from 2.3 x 10(-4) to 5.1 pg) for assayed fatty acids, good ,,purity" of fatty acid peaks (-100%) and very simple procedure for preparation of free fatty acid extracts point to the satisfactory sensitivity and reliability of the presented methods.

PL

Opisano metodykę HPLC, umożliwiającą oznaczanie nienasyconych kwasów tłuszczowych (od C(8) do C(22)) oraz niektórych nienasyconych kwasów tłuszczowych zawierających osiemnaście atomów węgla. Próbki mleka i treści jelitowej poddano hydrolizie w 2 mol L(-1) NaOH. Po doprowadzeniu pH hydrolizatu do wartości ~ 2, wolne kwasy tłuszczowe (KT) ekstrahowano dichlorometanem. KT oznaczano po derywatyzacji 2,4'-dibromoacetofenonem w obecności trietyloaminy. Pochodne KT rozdzielano na dwóch kolumnach C(18) stosując detekcję UV przy 256 nm. Pochodne izomerów sprzężonego kwasu linolowego (SKL) w eluacie monitorowano wykorzystując detekcję UV przy 256 i 235 nm (metoda I). Do bezpośredniego oznaczania izomerów SKL użyto gradientowy program elucji i detekcję UV przy 234,5 nm (metoda II). Niskie wartości granicy wykrywalności (od 2,3 x 10(-4) do 5, l pg) oznaczanych KT, dobra „czystość" pików KT (~100%) i prostota procedury otrzymywania ekstraktu wolnych KT sprawiają, że metody I i II gwatantują zadawalającą czułość i niezawodność.

Słowa kluczowe

EN

saturated fatty acids; unsaturated fatty acids; linoleic acid; HPLC

PL

kwas tłuszczowy nasycony; kwas tłuszczowy nienasycony; kwas linolowy; chromatografia cieczowa wysokosprawna

• Wydawca: Komitet Chemii Analitycznej PAN
• Czasopismo: Chemia Analityczna
• Rocznik: 2002
• Tom: Vol. 47, No. 6
• Strony: 867--882
• Opis fizyczny: Bibliogr. 29 poz.

Twórcy

autor

Czauderna M.

• The Kielanowski Institute of Animal Physiology and Nutrition, Polish Academy of Sciences, 05-110 Jabłonna, Poland

autor

Kowalczyk J.

• The Kielanowski Institute of Animal Physiology and Nutrition, Polish Academy of Sciences, 05-110 Jabłonna, Poland

Bibliografia

• 1. Leskanich C.O. and Noble R.C., Br. J. Nutr., 81, 87 (1999).
• 2. Nurnberg K., Wegner J. and Ender K., Livest. Prod. Sci., 56, 145 (1998).
• 3. Givens D.I., Cottrill B.R., Davies M., Lee P.A., Mansbridge R.J. and Moss A.R., Nutr. Abs. Rev., 70, 1 (2000).
• 4. Jahreis G. and Bochmann K., Ernahrungs-Umschau., 45, 192 (1998).
• 5. Sargent J.R., Bell J.G., Bell M.V., Henderson R.J. and Tocher D.R., J. Appl. Ichthyology., 11, 183 (1995).
• 6. Webb E.C., Casey N.H. and Van Niekerk W.A., Meat Sci., 38, 123 (1994).
• 7. Webb E.C. and Casey N.H., Small Rum. Res., 18, 81 (1995).
• 8. Bas P. and Morand-Fehr P., Livest. Prod. Sic., 64, 61 (2000).
• 9. Doreau M. and Chilliard Y., Reprod. Nutr. Dev., 37, 113 (1997).
• 10. Robinson N.P. and Mac Gibbon A.K.H., JAOCS, 75, 993 (1998).
• 11. Kramer J.K.G., Fellner V., Dugan M.E.R., Sauer F.D., Mossoba M.M. and Yurawecz M.P., Lipids, 32, 1219 (1997).
• 12. Czauderna M. and Kowalczyk J., J. Chromatogr. B, 760, 165 (2001).
• 13. Heinig K., Hissner F., Martin S. and Vogt C., Amer. Lab., May, 24 (1998).
• 14. Adlof R.O., J. Chromatogr. A, 659, 95 (1994).
• 15. Adlof R.O., J. Chromatogr. A, 799, 329 (1998).
• 16. Bailey A.L. and Southon S., Anal. Chem., 70, 415 (1998).
• 17. Christie W.W. and Mc Breckenridge G.H., J. Chromatogr., 469, 261 (1989).
• 18. Dobson G., Christie W.W. and Nikilova-Damyanova B., J. Chromatogr. B, 671, 197 (1995).
• 19. Gutnikov G., J. Chromatogr. B, 671, 71 (1995).
• 20. Korte K., Chien K.R. and Casey L., J. Chromatogr., 375, 225 (1986).
• 21. Bessa R.J.B., Santos-Silva J., Ribeiro J.M.R. and Portugal A.V., Livest. Prod. Sci., 63, 201 (2000).
• 22. Jahreis G., Fritsche J. and Steinhart H., Nutr. Res., 17, 1479 (1997).
• 23. Mir Z., Goonewardene L.A., Jaegar S. and Scheer H.D., Small Rum. Res., 33, 137 (1999).
• 24. Mir Z., Rushfeldt M.L., Mir P.S., Paterson L.J. and Weselake R.J., Small Rum.Res., 36, 25 (2000).
• 25. Gratzfeld-Husgen A. and Schuster R., HPLC for Environmental Analysis, Hewlett-Packard, France, 1994, p. 28.
• 26. Meyer V.R., Practical High-Performance Liquid Chromatography, John Wiley & Sons, Chichester, 1999, p. 78.
• 27. Banni S., Carta G., Contini M.S., Angioni E., Delana M., Dessi M.A., Melis M.P. and Corongiu F.P., J. Nutr. Biochem., 7, 150 (1996).
• 28. Ostrowska E., Dunshea F.R., Muralitharan M. and Cross R.F., Lipids, 35, 1147 (2000).
• 29. Cross R.F., Ostrowska E., Muralitharan M. and Dunshea F.R., J. High Resol. Chromatogr., 23, 317 (2000).