Analiza przydatności metod oznaczania adenozynotrifosforanu (ATP) oraz mikroskopii fluorescencyjnej do oceny żywotności i adhezji bakterii na powierzchni bioaktywnych polimerów

• Autorzy: Gutarowska B. , Piotrowska M. , Żakowska Z. , Gwoździński K.

Warianty tytułu

EN

Analysis of the usefulness of adenosine triphosphate (ATP) determination and fluorescence microscopy methods for the evaluation of the viability and adesion of bacteria on the surface of bioactive polymers

• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Analizowano przydatność metod mikroskopii fluorescencyjnej oraz oznaczania ATP do oceny aktywności przeciwdrobnoustrojowej bioaktywnych polimerów. Stwierdzono iż stosowanie jednocześnie obu metod daje pełną informację na temat adhezji do powierzchni polimerów i żywotności komórek bakterii. Porównanie mniej czaso- i pracochłonnej metody oznaczania ATP z metodą hodowlaną wskazuje, iż dają one porównywalne wyniki dotyczące żywotności komórek. Zależności między zawartością ATP a liczbą bakterii na polimerze oznaczoną metodą hodowlaną można opisać, z wysokim stopniem korelacji, funkcją wykładniczą lub liniową. Odpowiednie przygotowanie powierzchni próbek bioaktywnych polimerów (zawierających nośniki dla biocydów), umożliwiające uzyskanie gładkiej ich powierzchni, zmniejsza błąd powtarzalności obu testowanych metod. W przypadku polimeru kontrolnego (bez dodatków) błąd powtarzalności był niewielki (rzędu kilku %), w przypadku zaś polimerów z nośnikami błąd zwiększa się do poziomu kilkudziesięciu % (47 % i 73 %). Ocena żywotności i adhezji sześciu gatunków bakterii na bioaktywnych polimerach wykazała statystycznie istotne różnice w działaniu ograniczającym adhezję i żywotność: na polimerze z miedzią bakterii E. coli oraz na polimerze ze srebrem bakterii S. aureus. B. cepacia okazała się bakterią silnie przylegającą do polimerów bioaktywnych, ale jej żywotność skutecznie ograniczała obecność srebra w polimerze.

EN

The usefulness of fluorescence microscopy and ATP determination methods for the assessment of the antimicrobial activity of bioactive polymers was analyzed. It was found that the simultaneous use of both methods gives full information about the adhesion to the polymer surface and cells viability. The comparison of less time-consuming and labor-intensive ATP assay with culture method shows that these methods give comparable cell viability results. The dependence of ATP content on the number of bacteria on the polymer determined by the culture method can be described, with a high degree of correlation, with exponential or linear function. The appropriate way to prepare the surfaces of bioactive polymer samples (containing biocide carriers), in order to make them smooth, reduces non-repeatability of both tested methods. For the control polymer (without additives) the repeatability error was low: 1 % for fluorescence microscopy and 3 % for ATP assay; the use of polymers with carriers increases this error to the level of 47 % and 73 %, respectively. Evaluation of the viability and adhesion of six bacteria on the bioactive polymers showed a statistically significant differences in the reduction of E. coli viability and adhesion on the polymer with copper and of S. aureus viability and adhesion on the polymer with silver. The bacterium B. cepacia proved to be highly adhesive to bioactive polymers, but her viability was effectively inhibited by the presence of silver in the polymer.

Słowa kluczowe

PL

oznaczanie ATP; mikroskopia fluorescencyjna; bioaktywne polimery ze srebrem lub miedzią; aktywność przeciwbakteryjna

EN

ATP assay; fluorescence microscopy; bioactive polymers with silver or copper; antimicrobial activity

• Wydawca: Sieć Badawcza Łukasiewicz – Instytut Chemii Przemysłowej
• Czasopismo: Polimery
• Rocznik: 2012
• Tom: T. 57, nr 3
• Strony: 236--245
• Opis fizyczny: Bibliogr. 25 poz.

Twórcy

autor

Gutarowska B.

autor

Piotrowska M.

autor

Żakowska Z.

autor

Gwoździński K.

• Politechnika Łódzka, Instytut Technologii Fermentacji i Mikrobiologii, ul. Wólczańska 171/173, 90-924 Łódź,

Bibliografia

• 1. Lazarowa V., Manem J.: Water Res. 1995, 29(10), 2227.
• 2. Yuehuei H. An., Friedman R. J.: J. Microbiol. Methods 1997, 30(2), 141.
• 3. Schultz C. L., Pezzutti M. R., Silor D., White R.: J. Ind. Microbiol. 1995, 15, 243.
• 4. Lundin A.: w „ATP luminescence rapid methods in microbiology” (red. Stanley P. E., McCarthy B. J., Smither R.), Blackwell Scientific Publications, London 1989, str. 11—27.
• 5. Żakowska Z., Stobińska H.: „Mikrobiologia i higiena w przemyśle spożywczym”, Wyd. Politechnika £ódzka, £ódź 2000.
• 6. Czaczyk K., Powałowski Sz.: Przemysł Spożywczy 2001, 12, 12.
• 7. Szczotko M., Krogulska B., Rogulski A.: Roczniki Państwowego Zakładu Higieny 2008, 59(1), 103.
• 8. Ludwicka A., Switalski L. M., Lundin A., Pulverer G.: J. Microbiol. Methods 1985, 4(3—4), 169.
• 9. Humphries M., Jaworzyn J. F., Cantwell J. B.: FEMS Microbiol. Lett. 1986, 38(5), 299.
• 10. Flint S. H., Brookes J. D., Brehmer P. J.: J. Food Eng. 2000, 43, 235.
• 11. Mikš M. H.,Warmińska-Radyko I.: Medycyna Weterynaryjna 2008, 5, 623.
• 12. Paulsson M., Kober M., Freij-Larsson C., Stollenwerk M., Wesslen B., Ljungh A.: Biomaterials 1993, 14(11), 845.
• 13. Yuehuei H. An., Friedman R. J., Draughn R. A., Smith E. A., Nicholson J. H., John J. F.: J. Microbiol. Methods 1995, 24(1), 29.
• 14. O’Mahony R., Basset Ch., Holton J., Vaira D., Roitt I:. J. Microbiol. Methods 2005, 61(1), 105.
• 15. Czermiński J. B., Inaszkiewicz A., Paszek Z., Sikorski A.: „Metody statystyczne dla chemików”, Wyd. Nauk. PWN, Warszawa 1992.
• 16. Kala R.: „Statystyka dla przyrodników”,Wyd. Akad. Rolniczej, Poznań 2002.
• 17. Andrews Ch. S., Denyer S. P., Hall B., Hanlon G. W., Lloyd A. W.: Biomaterials 2001, 22, 3225.
• 18. Czaczyk K., Myszka K.: Pol. J. Env. Stud. 2007, 16(6), 799.
• 19. Yoon K.-Y., Byeon J. H., Park J.-H., Hwang J.: Sci. Total Env. 2007, 373, 572.
• 20. Hwang M. G., Katayama H., Ohgaki S.: Water Res. 2007, 41, 4097.
• 21. Ruparelia J. P., Chatterjee A. K., Duttagupta S. P., Mukherji S.: Acta Biomaterialia 2008, 4, 707.
• 22. Silver S.: FEMS Microbiol. Rev. 2003, 27, 341.
• 23. Myszka K., Czaczyk K.: Curr. Microbiol. 2009, 58(6), 541.
• 24. Teughels W., Van A. N., Sliepen I., Quirynen M.: Clin. Oral Implant Res. 2006, 17, 68.
• 25. Bürgers R., Eidt A., Frakenberger R., Rosentritt M., Schweikl H., Handel G., Hahnel S.: Arch. Oral Biol. 2009, 54, 595.