Metody spektroskopowe w diagnostyce zmian nowotworowych ludzkiego gruczołu piersiowego

• Autorzy: Brożek-Płuska B
• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Metodami powszechnie stosowanymi w diagnostyce zmian nowotworowych ludzkiego gruczołu piersiowego są: mammografia, ultrasonografia oraz ostatecznie potwierdzające diagnozę badanie histopatologiczne tkanek pobranych podczas biopsji. Badania prezentowane w rozprawie ilustrują możliwość zastosowania metod spektroskopowych w diagnostyce zmian onkologicznych piersi ludzkiej. Praca przedstawia badania eksperymentalne wykonane z wykorzystaniem: spektroskopii Ramana, spektroskopii IR, spektroskopii UV-Vis i femtosekundowej spektroskopii laserowej dotyczące identyfikacji i spektroskopowej charakteryzacji zmian nowotworowych ludzkiego gruczołu piersiowego, w tym preparatów zawierających potencjalne fotouczulacze mogące znaleźć zastosowanie w terapii fotodynamicznej PDT. Analiza widm wibracyjnych dla grupy ponad 100 pacjentów Wojewódzkiego Szpitala Specjalistycznego im. M. Kopernika w Łodzi pozwoliła na wskazanie markerów zmian nowotworowych, które mogą być oznaczane metodami spektroskopii Ramana, w tym obrazowania Ramana. Badania z wykorzystaniem spektroskopii Ramana wykonano dla linii wzbudzenia z zakresu widzialnego: 514 oraz 532 nm. Jako obszary spektralne pozwalające na odróżnienie tkanek o budowie prawidłowej od zmienionych nowotworowo zaproponowano zakresy charakterystyczne dla drgań karotenoidów, lipidów, białek oraz wody. Pasma 1004, 1158, 1518 cm‾1 charakterystyczne dla karotenoidów, zakres 2800-3100 cm‾1 charakterystyczny dla drgań lipidów oraz białek, a także pasma 3258, 3311, 3410 cm‾1 charakterystyczne dla drgań cząsteczek wody uznano za markery pozwalające na odróżnienie komórek ludzkiego gruczołu piersiowego o budowie prawidłowej od zmienionych nowotworowo. W ramach analizy przeprowadzonej dla zakresu spektralnego 2800-3100 cm‾1 porównano widma wibracyjne komórek ludzkiego gruczołu piersiowego o budowie prawidłowej i zmienionej nowotworowo z widmami niezbędnych nienasyconych kwasów tłuszczowych: kwasem oleinowym (OA, ω-9), przedstawicielami kwasów ω-6: kwasem linolowym (LA), γ-linolenowym (GLA), arachidonowym (AA) oraz przedstawicielami kwasów ω-3: kwasem a-linolenowym (ALA), eikozapentaenowym (EPA) i dekozaheksaenowym (DHA). Analiza porównawcza została przeprowadzona także dla: trójpodstawionych pochodnych glicerolu, D-α-fosfatydylocholiny (DPPC), mioinositolu, kardiolipiny, sfingomieliny, cholesterolu. Widma Ramana ludzkiego gruczołu piersiowego z zakresu 2800-3100 cm‾1 porównano także z widmami białek zwierzęcych (świńskich) pochodzących z komórek mięśniowych. Analiza preparatów gruczołu piersiowego w zakresie 3200-3500 cm‾1 pozwoliła na identyfikację różnych typów wody w postaci wody w masie (ang. bulk) oraz wody międzyfazowej (ang. interfacial water). Pasma 3258, 3410 cm‾1 przypisano drganiom wody typu bulk, a pasmo 3311 cm‾1 uznano za charakterystyczne dla wody międzyfazowej. Pasmo 3311 cm‾1 okazało się typowym dla preparatów komórek nowotworowych ludzkiego gruczołu piersiowego. Przeprowadzone badania spektroskopowe pozostają w zgodzie z obserwacjami klinicznymi, wskazującymi, iż tkanki nowotworowe cechuje większa w porównaniu z komórkami o budowie prawidłowej hydratacja, która pobudza ich proces dzielenia się, ekspresję onkogenu, dezaktywuje geny odpowiedzialne za różnicowanie się komórek, zapobiega apoptozie, a stopień hydratacji koreluje ze stopniem złośliwości nowotworu. Z wykorzystaniem spektroskopii IR została wykonana analiza widm wibracyjnych w funkcji wilgotności dla podstawowych składników budulcowych każdej komórki żywej, takich jak DNA i DPPC otrzymane wyniki pozwoliły wyciągnąć wnioski dotyczące siły oddziaływań między cząsteczkami wody a składnikami komórki. Niskotemperaturowa spektroskopia Ramana, stacjonarna spektroskopia absorpcyjna UV-Vis oraz femtosekundowa spektroskopia laserowa absorpcji przejściowej zostały zastosowane w analizie własności fotochemicznych potencjalnych fotouczulaczy na przykładzie roztworów metaloftalocyjanin w postaci tetrasulfonowanych ftalocyjanin: cynku, aluminium, magnezu i miedzi w H2O oraz DMSO. Dokonano identyfikacji mechanizmów dyssypacji energii w badanych układach zachodzących pod wpływem światła niepozostającego w rezonansie z przejściami elektronowymi B i Q charakterystycznymi dla tej klasy związków. Z wykorzystaniem spektroskopii femtosekundowej przeanalizowano oddziaływania między kwasem ftalocyjaniny glinu w postaci filmów a komórkami ludzkiego gruczołu piersiowego o budowie prawidłowej i patologicznej dla linii wzbudzenia 677 nm pozostającej w rezonansie z przejściem Q wybranej ftalocyjaniny; otrzymane wyniki porównano z danymi charakterystycznymi dla roztworów wodnych tego fotouczulacza. Badania metaloftalocyjanin wykonane z wykorzystaniem spektroskopii absorpcyjnej z zakresu UV-Vis dla roztworów wodnych i w DMSO pozwoliły na oszacowanie stałych dimeryzacji dla ftalocyjanin: cynku, miedzi, glinu i magnezu i potwierdziły, iż większość ftalocyjanin agreguje silniej w roztworach wodnych niż w DMSO. Wyjątkiem okazała się tetrasulfonowana ftalocyjanina glinu, która w postaci kwasu, jak i soli czterosodowej, pozostawała w formie monomeru tak w wodzie, jak i rozpuszczalniku organicznym. Analiza filmów tetrasulfonowanej ftalocyjaniny glinu w postaci kwasu oraz soli czterosodowej z wykorzystaniem spektroskopii IR pozwoliła na identyfikację wpływu podstawników w makrocyklu na własności wibracyjne hydratowanych filmów ftalocyjanin. Zidentyfikowane zostały drgania wody zaangażowane w oddziaływania o charakterze wiązań wodorowych z grupą sulfonową i atomem centralnym makrocyklu. Badania roztworów tetrasulfonowanych ftalocyjanin w wodzie i DMSO z wykorzystaniem spektroskopii femtosekundowej oraz niskotemperaturowej spektroskopii Ramana, dla wzbudzenia niepozostającego w rezonansie z przejściami B i Q ftalocyjanin, pozwoliły na zaproponowanie mechanizmów dyssypacji energii w badanych układach obejmujących kanały promieniste i bezpromieniste. Analiza widm niskotemperaturowych, jak i widm absorpcji przejściowej pozwoliła na identyfikację kanałów fotoindukowanej dysocjacji związanych z przeniesieniem elektronu między jonami ftalocyjanin. Wykazano, że przeniesienie elektronu jest związane z odległością między sąsiadującymi pierścieniami i może zachodzić efektywnie jedynie dla struktur typu 'kanapkowego' (ang. ring stacked), w których występuje silne nakładanie się chmur JI elektronów ligandów. Wykazano, iż struktury te występują w fazach krystalicznych dla wysoko stężonych roztworów wodnych. Pokazano także, że fotoindukowane przeniesienie elektronu nie występuje w roztworach z DMSO. Zagadnienie agregacji ftalocyjanin jest bardzo istotne z punktu widzenia zastosowań tych związków w terapii PDT. Równowaga procesu dimeryzacji przesunięta silnie w kierunku monomeru zwiększa efektywność przejść interkombinacyjnych (ang. intersystem crossing - ISC) do stanu trypletowego oraz wydajność generowania tlenu singletowego, co z kolei zwiększa pożądane działanie ftalocyjaniny w fotodynamicznej terapii antynowotworowej. Analiza oddziaływań fotouczulacza w postaci filmu z komórkami gruczołu piersiowego o budowie prawidłowej i nowotworowej, na przykładzie kwasu ftalocyjaniny glinu, pozwoliła wykazać, że dla tkanki o budowie prawidłowej typowe są procesy relaksacji bezpromienistej w przeciwieństwie do komórek nowotworowych oraz roztworów, dla których przeważają promieniste kanały relaksacji energii. Analiza widm Ramana, w zakresach spektralnych, charakterystycznych dla karotenoidów i lipidów pozwoliła na wyznaczenie czułości i swoistości stosowanej metody spektroskopowej względem proponowanych markerów zmian nowotworowych. Zastosowanie analizy PCA pozwoliło zaś na wskazanie ωczęstości pasm różnicujących komórki prawidłowe ludzkiego gruczołu piersiowego od zmienionych nowotworowo z wykorzystaniem metod chemometrycznych.

EN

In the traditional approach breast cancer can be identified using different well established methods, such as computer tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), positron emission tomography (PET), X-ray, ultrasound, biopsy and in cases of breast cancer also mammography or miraluma breast imaging. However, the preferred method for diagnosing breast cancer is histological analysis. Presently a histological analysis, being the standard procedure of breast cancer diagnostics, occurs to be sometimes inconvenient, time consuming and in a number of cases leads to ambiguous prone to human interpretations. This shows an evident need to develop new methods that would enable an unequivocal diagnosis within a short time. In this work an application of spectroscopic methods such as: Raman spectroscopy and imaging, IR spectroscopy, UV-VIS spectroscopy and time-resolved laser spectroscopy techniques for breast cancer detection, biochimical characterization and description of energy dissypation mechanisms in noncancerous and cancerous breast tissues have been presented. Results obtained by the Raman spectroscopy and images reveal an inhomogeneous distribution of different compounds, mainly carotenoids, proteins, fatty acids and products of fatty acids metabolism in the cancerous breast tissue that differs from that of the surrounding noncancerous breast tissue. Carotenoids, proteins and fatty acids as well as the products of fatty acids metabolism can be treated as Raman biomarkers to distinguish between the cancerous and noncancerous human breast tissues. The fatty acid composition of the cancerous breast tissue is markedly different from that of the surrounding noncancerous one. The cancerous breast tissue seems to be dominated by the protein component and the ω-6 acids and products of ω-6 acids metabolism -eicosanoids catalyzed by cyclooxygenase, while the noncancerous breast tissue seems to be dominated by monounsaturated oleic acid and ω-3 acids spectra (LA, ALA and DHA). The low temperatures Raman spectroscopy has been used to identified phase transitions characteristic for oleic acid in a pure form and confined in noncancerous breast tissue. The results obtained by Raman spectroscopy are identical as those obtained by DSC method. The OH stretching vibrations of water also can be useful as potential Raman biomarkers to distinguish between the cancerous and the noncancerous human breast tissues. It has been found that water amount as well as the band shapes of the OH stretching bands of the cancerous breast tissue are markedly different from that of the surrounding noncancerous one. It has been shown that water at DNA and lipid interfaces is represented by the bands of symmetric and antisymmetric like vibrations in the region of the OH stretching modes in contrast to water confined in the cancerous breast tissue where the single band at 3311 cm‾1 dominates in the Raman spectrum. Water in the cancerous breast tissue is very likely present as interfacial molecule, which is hydrogen bonded to some hydrophilic moieties in the tissue and the change of vibrational pattern of behavior may be due to the decoupling of the vibrations of the OH bonds in water molecule or change of the vibrational selection rules at biological interfaces. The Raman spectra and images are also sensitive indicators of distribution of photosensitizers in the noncancerous and the cancerous structures of the breast tissue from the safety margin and the tumor mass. It has been shown that the aggregation and distribution of photosensitizers in the cancerous breast tissue are markedly different from that of the noncancerous breast tissues. Low temperatures Raman spectroscopy, IR spectroscopy and time resolved laser spectroscopy have been used to study aggregation and radical forms formation for various tetrasulphonated phthalocyanines. It has been proved that the dimerization of the tetrasulphonated phthalocyanines is significantly shifted towards monomeric form in DMSO solutions compared to aqueous solutions. Generation of the charge transfer species (CT) due to the charge transfer between the central metal ion and the ligand of the phthalocyanine macrocycle has been observed. The spectroscopic evidence of CT generation was observed in the region 500-600 nm both by the pump-probe femtosecond and the emission Raman spectroscopy. The charge transfer species were generated in competition with another channel of energy dissipation via T1→Tn triplet absorption. The transient absorption observed by the pump-probe femtosecond and the emission at around 730 nm by low temperatures Raman spectroscopy has been assigned to the radical transient species generated in the process of the photoredox dissociation that is accompanied by the electron transfer between the adjacent phthalocyaninemacrocycles. The photoredox dissociation was result in the formation of the oxidized and reduced ligand radicals. The excited-state dynamics of the tetrasulphonated aluminum phthalocyanine (AlPcS4) have been studied at biological interface of the human breast tissue by Raman, IR, fluorescence and pump-probe transient absorption laser spectroscopy providing information about the events occurring in time scale ranging from femtoseconds to nanoseconds. It has been shown that the dynamics in the interfacial regions of the biological tissue is markedly shorter than that in solutions and the photosensitizer responsible for harvesting of the light energy in biological tissue find their ways for a recovery through some special features of the potential energy surfaces such as conical intersections, which facilitate the rate of radiationless transitions. The tetrasulphonated aluminum phthalocyanine interacts with the normal (noncancerous) breast tissue and cancerous tissue according to different pathways. The dynamics in the noncancerous tissue is dominated by the radiationless decay at a conical intersection in contrast to the dynamics in solutions, which is dominated by the fluorescence. The dynamics in the cancerous tissue is dominated by the phosphorescence from the triplet state T1 state. The dynamics of AlPcS4 reveals three time scales: 110-170 fs, 1-7 ps, and 20-60 ps. The shortest time constants have been assigned to vibrational wavepacket dynamics in the Franck-Condon region down to the local minimum of the excited state Si, a few picosecond component has been assigned to vibrational relaxation in the ground and excited electronic states, 20-60 ps components represent the decay from the triplet state T1 to the ground state S0. The sensitivity of Raman spectroscopy method in breast cancer detection was found equal to 60% for the carotenoids and 87% for lipids, while the specificity was equal to 95% for carotenoids and 89% for lipids.

Słowa kluczowe

PL

spektroskopia Ramana; spektroskopia w podczerwieni; spektroskopia UV-VIS; femtosekundowa spektroskopia laserowa; diagnostyka medyczna; diagnostyka nowotworów; nowotwór gruczołu piersiowego

EN

Raman spectroscopy; IR spectroscopy; UV-Vis spectroscopy; femtosecond laser spectroscopy; medical diagnostics; cancer diagnostics; breast cancer

• Wydawca: Wydawnictwo Politechniki Łódzkiej
• Czasopismo: Zeszyty Naukowe. Rozprawy Naukowe / Politechnika Łódzka
• Rocznik: 2013
• Tom: Z. 448
• Strony: 1--112
• Opis fizyczny: Bibliogr. 123 poz., il. kolor., wykr.

Twórcy

autor

Brożek-Płuska B

• Międzynarodowy Instytut Techniki Radiacyjnej Politechniki Łódzkiej

Bibliografia

• [1] K. Cendrowski, A. Lewicka, Nowa Klinika, 2009, 16(13), 13021.
• [2] K. Cendrowski, A. Lewicka, Nowa Klinika, 2009, 16(13), 13029.
• [3] http://nih.gov/
• [4] R. Kordek, Onkologia. Podręcznik dla studentów i lekarzy, Via Medica, Gdańsk 2007.
• [5] A. Kułakowski, A. Skowrońska-Gardas, Onkologia. Podręcznik dla studentów medycyny, Wydawnictwo Lekarskie PZWL, Warszawa 2003.
• [6] E. Leporowska, A. Kaczmarek, K. Lamperska, A. Mackiewicz, Współcz. Onkol. 2006, 6, 303.
• [7] R.R. Alfano, C.H. Liu, W.L. Sha, H.R. Zhu, D.L. Akins, J. Cleary, R. Prudente, E. Cellmer, Lasers Life Sci., 1991, 4, 23.
• [8] T.S. Gansler, CH. J. Frank, D. C. B. Redd, R. L. McCreery, Anal. Chem., 1994, 66, 319.
• [9] K.E. Shafer-Peltier, A.S. Haka, M. Fitzmaurice, J. Crowe, J. Myles, R.R. Dasari, M.S. Feld, J. Raman Spectrosc., 2002, 33, 552.
• [10] J. Kneipp, T. Bakker Schut, M. Kilffen, M. Menke-Pluijmers, G. Puppels, Vib. Spectrosc., 2003, 32, 67.
• [11] A.S. Haka, K.E. Shafer-Peltier, M. Fitzmaurice, J. Crowe, R.R. Dasari, M.S. Feld, PNAS, 2005, 102, 12371.
• [12] A.S. Haka, Z. Volynskaya, J.A. Gardecki, J. Nazemi, R.R. Dasari, M. S. Feld, J. Biomed. Opt., 2009, 14, 054023-054023-8.
• [13] M.V.P. Chowdary, K.K. Kumar, J. Kurien, S. Mathew, C.M. Krishna, Biopolymers, 2006, 83, 556.
• [14] N. Stone, K. Faulds, D. Graham, P. Matousek, Anal. Chem. 2010, 82(10),3969.
• [15] P. Matousek, N. Stone, J. Biomed. Opt. 2007, 12(2), 024008.
• [16] N. Stone, R. Baker, K. Rogers, A. W. Parker, P. Matousek, Analyst 2007, 132(9), 899.
• [17] N. Stone, P. Matousek, Cancer Res., 2008, 68(11), 4424.
• [18] M. Moreno, L. Raniero, E. Arisawa, A. M.do Espirito Santo, E. Aparecido Pereira dos Santos, R. Andrade Bitar, A. Abrahao Martin, Theor. Chem. Acc., 2010, 125, 329.
• [19] A. Downes, A. Elfick,, Sensors 2010, 10, 1871.
• [20] P. Venkatachalam, L. Lakshmana Rao, N. Krishna Kumar, Anupama Jose, Shaiju S. Nazeer. Spectroscopy AIP Conf. Proc. 2008, 1075, 144.
• [21] C.H. Petter, N. Heigl, M. Rainer, R. Bakry, J. Pallua, G.K. Bonn, C.W. Huck, Curr. Med. Chem., 2009, 16(3), 318.
• [22] J. Backhaus, R. Mueller, N. Formanski, N. Szlama, H.G. Meerpohl, M. Eidt, P. Bugert, Vib. Spectrosc. 2010, 52, 173.
• [23] M. Diem, L. Chiriboga, P.Lasch, A.Pacifico, Biopolymers. 2002, 67, 349.
• [24] H. Fabian, P. Lasch, M. Boese, W. Haensch, Biopolymers 2002, 67, 354.
• [25] G. Bellisola, C. Sorio, Am. J. Cancer Res. 2012, 2(1), 1.
• [26] M. Diem, Vibrational Spectroscopy for Medical Diagnosis Wiley-Blackwell, 2008.
• [27] A. Graczyk, Biochemiczne i biofizyczne podstawy fotodynamicznej metody wykrywania i leczenia nowotworów, Fotodynamiczna metoda rozpoznawania i leczenia nowotworów, Dom Wydawniczy Bellona, Warszawa 1999.
• [28] T.J. Dougherty, C.J. Gomer, B. W. Henderson, G. Jori, D. Kessel, M. Korbelik, J. Moan, Q. Peng, J. Natl. Cancer. Inst. 1998, 90(12), 889.
• [29] A. Tudaj, H. Podbielska, J. Zychowicz, W. Stręk, Światło leczy-wprowadzenie do terapii i diagnostyki fotodynamicznej, Diagnostyka i Terapia Fotodynamiczna. Urban & Partner, Wrocław 2004.
• [30] R. Ackroyd, C. Kelty, N. Brown, M. Reed, Photochem. Photobiol. 2001, 74(5), 656.
• [31] M.R. Hamblin, P. Mróz, Advances in Photodynamic Therapy: Basic, Translational and Clinical, Artech House, Boston-London, 2008.
• [32] T.J. Dougherty, C.J. Gomer, B.W. Henderson, G. Jori, D. Kessel, M. Korbelik, J. Moan, Q. Peng, J. Natl. Cancer. Inst. 1998, 90(12), 889.
• [33] K. Berg, P.K. Selbo, A. Weyergang, A. Dietze, L. Prasmickaite, A. Bonsted, B.O. Engesaeter, E. Angell-Petersen, T. Warloe, N. Frandsen, A, Hogset, J. Microsc. 2005, 218(Pt 2), 133.
• [34] A. Braun, J. Tcherniac, Ber. Dtsch. Chem. Ges. 1907, 40, 2709.
• [35] R.P. Linstead. J. Chem. Soc. 1934, 1016.
• [36] R.P. Linstead, J.M. Robertson, J. Chem. Soc. 1936, 1736.
• [37] A.P.B. Lever, Adv. Inorg. Radiochem. 1965, 7, 27.
• [38] R. Taube, Pure Appl. Chem. 1974, 38, 427.
• [39] M. Gouterman, in The Porphyrins, vol. III, Part A. Physical Chemistry, D. Dolphin, Ed., Academic Press, New York, 1078, 1-165.
• [40] F.H. Moser, A.L. Thomas, Phtalocyanine Compounds, Reinhold, New York 1963.
• [41] F.H. Moser, A.L. Thomas, The Phtalocyanines, vol. I, Properties, CRC Press, Boca Raton, FL, 1983.
• [42] J. Simon, J.J. Andre in Molecular Semiconductors: Photoelektrical Properties and Photo Cells, Eds. J.M. Lehn and Ch. W. Rees, Springer-Verlag, NY, 1985.
• [43] J.W. Owens, C.J.O’Connor, Coord. Chem. Rev.1988, 84, 1.
• [44] S. Muralidharan, G. Ferraudi, J. Phys. Chem. 1983, 87, 4877.
• [45] I. Howe, J. Z. Zang, J. Phys. Chem. A. 1997, 101, 2307.
• [46] I. Ruckmann, A. Zeug, R. Herter, B. Roder, Photochem. Photobiol, 1997, 66, 576.
• [47] E. Reddi, J. Photochem. Photobiol. B. 1997, 37(3), 189.
• [48] Q. Peng, J.M. Nesland, Ultrastruct. Pathol. 2004, 28(5-6), 333.
• [49] E.S. Nyman, P.H. Hynninen ,J. Photochem. Photobiol. B. 2004, 73(1-2), 1.
• [50] M.C. Luna, A. Ferrario, N. Rucker, C.J. Gomer, Cancer Res. 1995, 55(9), 1820.
• [51] Q. Peng, J. Moan, L.S. Cheng, Cancer Lett. 1991, 58(1-2), 29.
• [52] A. Juzeniene, J. Moan, Photodiagn. Photodyn. Ther. 2007, 4(1), 3.
• [53] A.P. Castano, T.N. Demidova, M.R. Hamblin, Photodiagn. Photodyn. Ther. 2004, 1(4), 279.
• [54] A.V. Nikolaitchik, O. Korth, A.M.J. Rodgers, J. Phys. Chem. A 1999, 103, 7587.
• [55] G. Ma, J. He, Ch.H. Kang, S.H. Tang, Chem. Phys. Lett. 2003, 370, 293.
• [56] V.S. Williams, S. Mazumdar, N.R. Armstrong, Z.Z. Ho, N. Peyghambarian, J. Phys. Chem. 1992, 96, 4500.
• [57] B. Brożek-Płuska, I. Placek, K. Kurczewski, Z. Morawiec, M. Tazbir, H. Abramczyk, J. Mol. Liq. 2008, 141,145.
• [58] B. Brozek-Pluska, J. Musial, R. Kordek, E. Bailo, T. Dieing, H. Abramczyk, Analyst 2012, 137 (16), 3773.
• [59] S.J. Shin, N. Kanomata, P.P. Rosen, Histopathology, 2000, 37, 456.
• [60] M. Valko, H. Morris, M.T. Cronin Curr. Med. Chem, 2005, 12, 1161.
• [61] H. Abramczyk, J. Surmacki , B. Brożek-Płuska, Z. Morawiec, M. Tazbir, J. Mol. Struc. 2009, 924-926, 175.
• [62] H. Abramczyk, B. Brożek-Płuska, J. Surmacki, J Jabłońska-Gajewicz, R. Kordek, Prog. Biophys. Mol. Biol. 2012, 108, 74.
• [63] F.S. Parker, Applications of Infrared, Raman, and Resonance Raman Spectroscopy in Biochemistry, Plenum Press, New York, 1983.
• [64] B. Brozek-Pluska, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, H. Abramczyk, J. Med. Chem. 2011, 54, 3386.
• [65] R.K. Murray, D.K. Granner, V.W. Rodwell, Biochemia Harpera, PZWL, Warszawa 2012.
• [66] R. Doll, R. Peto, J. Natl. Cancer Inst., 1981, 66, 1191.
• [67] H. Bartsch, J. Nair, R.W. Owen. Carcinogenesis 1999, 20, 2209.
• [68] L. Stryer, Biochemia, PWN, Warszawa 1997.
• [69] Y.E.M. Dommels, G.M. Alink, P.J. van Bladern, B. van Ommen, Environ. Toxicol. Phar. 2002, 12, 233.
• [70] Menendez, L. Vellon, R. Colomer, R. Lupu, Annal. Oncol., 2010, 16, 359.
• [71] E.A. de Deckere, Eur. J. Cancer Prev., 1999, 8, 213.
• [72] H. Tapiero, G.N. Ba, Biomed. Pharmacother., 2002, 56, 215.
• [73] M.J. Gonzalez, R.A. Schemmel, J.I. Gray, L. Dugan, L.G. Sheffield Jr, C.W. Welsch, Carcinogenesis, 1991, 12, 1231.
• [74] U. Reiss, A.L. Tappel, Lipids, 1973, 8, 199.
• [75] L.C. Hamilton, J.A. Mitchel, A.M. Tomlinso, T.D. Warner, FASEB, 1999, 13, 245.
• [76] F. Kaneko, J. Yano, K. Sato, K. Curr. Opin. Struct. Biol. 1998, 8, 417.
• [77] F. Kaneko, K. Yamazaki, K. Kitagawa, T. Kikyo, M. Kobayashi, Y. Kitagawa, Y. Matsuura, K. Sato, M. Suzuki, M. J. Phys. Chem. 1997, 101, 1803.
• [78] S. Abrahamsson, B. Dahlen, H. Lofgren, J. Pascher, Prog. Chem. Fats Other Lipids 1978, 16, 125.
• [79] F. Kaneko, K. Tashiro, M. Kobayashi, J. Cryst. Growth 1999, 198-199, 1352.
• [80] M. Kobayashi, F. Kaneko, K. Sato, M. Suzuki, M. J. Phys. Chem. 1986, 90, 6371.
• [81] S.P. Verma, D.F.H. Wallach, Biochem. Biophys. Acta 1977, 486, 217.
• [82] Y. Kim, H.L. Strauss, R.G. Snyder, J. Phys. Chem. 1988, 92, 5080.
• [83] B. Brozek-Pluska, A. Jarota, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, W. Czajkowski, H. Abramczyk, TCRT, 2012, 4, 317.
• [84] K. Tokumaru, J. Porphyrins Phthalocyanines 2001, 5, 77.
• [85] Q. Zhong, Z. Wang, Y. Liu, Q. Zhu, F. Kong, J. Chem. Phys. 1996, 105, 5377.
• [86] P.C. Minor, M. Gouterman, A. B. P. Lever, Inorg. Chem. 1985, 24, 1894.
• [87] S. Strickler, R.A. Berg, J. Chem. Phys. 1962, 814.
• [88] B. Brożek-Płuska, I. Szymczyk, H. Abramczyk, J. Mol. Struc. 2005, 744, 481.
• [89] B. Brożek-Płuska, A. Jarota, K. Kurczewski, H. Abramczyk, J. Mol. Struc. 2009, 924-926, 338.
• [90] B. Brożek-Płuska, M. Kurczewska, W. Czajkowski, H. Abramczyk, J. Mol. Liq. 2008, 141,140.
• [91] H. Abramczyk, B. Brożek-Płuska, K. Kurczewski, M. Kurczewska, I. Szymczyk, P. Krzyczmonik, T. Błaszczyk, H. Scholl, W. Czajkowski, J. Phys. Chem., 2006, 110 (28), 8627.
• [92] M. Daszykowski, B. Walczak, Analiza czynników głównych i inne metody eksploracji danych; http://www.chemometria.us.edu.pl/AnalizaCzynnikowGlownych.pdf
• [93] J. Mazerski, M. Daszkowski, Chemometria- Materiały kursu szkoleniowego, Poznań 28.11.2006.
• [94] P. Gajewski, R. Jaeschk, J. Brożek, Podstawy EBM, czyli medycyny opartej na danych naukowych dla lekarzy i studentów medycyny. Medycyna Praktyczna, Kraków 2008.
• [95] D. Eisenberg, W. Kauzmann, W. The structure and properties of water. Oxford University Press, New York 1969.
• [96] M.R. Yalamanchili, A.A. Atia, J.D. Miller, Langmuir, 1996, 12, 4176.
• [97] R. Torre, P. Bartolini, R. Righini, R. Nature, 2004, 428, 296.
• [98] K.B. Moller, R. Rey, J.T. Hynes, J.T. J. Phys. Chem. A, 2004, 108, 1275.
• [99] H. Abramczyk, B. Brozek-Pluska, J. Surmacki, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, Journal of Biophysical Chemistry, 2011, 2, 158.
• [100] H. Abramczy, B. Brozek-Pluska, E. Freysz, M. Tondusson, J. Phys. Chem. C 2013, 117, 4999.
• [101] T.H. Tran-Thi, Coord. Chem. Rev.1997, 160, 53.
• [102] A.V. Nikolaitchik, O. Korth, M.A.J. Rodgers., J. Phys. Chem. A 1999, 103, 7587.
• [103] G. Ma, J. He, Ch.H. Kang, S.H. Tang, Chem. Phys. Lett. 2003, 370, 293.
• [104] V.S. Williams, S. Mazumdar, N. R. Armstrong, Z. Z. Ho, N. Peyghambarian, J. Phys. Chem. 1992, 96, 4500.
• [105] N.M. Speirs, W.J. Ebenezer, A.C. Jones, Photochem. Photobiol. 2002, 76, 247.
• [106] A. Jarota, M. Tondusson, G. Galle, E. Freysz, H. Abramczyk, J. Phys. Chem. A. 2012, 116, 4000.
• [107] J. Savolainen, D. van der Linden, N. Dijkhuizen, J. L. Herek, J. Photochem. Photobiol. A. 2008, 196, 99–105.
• [108] M. Fournier, C. Pepin, D. Houde, R. Ouellet, J. E. van Lier, ed. W. Domcke, D. R. Yarkony, H. Koppel, Conical intersections. Theory. Computation and Experiment, Advances Series in Physical Chemistry 17, 2012.
• [109] S.V. Rao, D.N. Rao, J. Porphyrins Phthalocyanines 2002, 6, 233.
• [110] A. Jarota, B. Brozek-Pluska, W. Czajkowski, H. Abramczyk, J. Phys. Chem C 2011, 115 (50) 24920.
• Wykaz publikacji wchodzących w skład rozprawy
• 1. B. Brożek-Płuska, I. Szymczyk, H. Abramczyk, J. Mol. Struc. 2005, 744, 481. IF: 1,611
• 2. H. Abramczyk, B. Brożek-Płuska, K. Kurczewski, M. Kurczewska, I. Szymczyk, P. Krzyczmonik, T. Błaszczyk, H. Scholl, W. Czajkowski, J. Phys. Chem, 2006, 110 (28), 8627. IF: 2,946
• 3. B. Brożek-Płuska, I. Placek, K. Kurczewski, Z. Morawiec, M. Tazbir, H. Abramczyk, J. Mol. Liq. 2008, 141,145. IF: 1,497
• 4. B. Brożek-Płuska, M. Kurczewska, W. Czajkowski, H. Abramczyk, J. Mol. Liq. 2008, 141,140. IF: 1,497
• 5. H. Abramczyk, J. Surmacki, B. Brożek-Płuska, Z. Morawiec, M. Tazbir, J. Mol. Struc. 2009, 924-926, 175. IF:1,611
• 6. B. Brożek-Płuska, A. Jarota, K. Kurczewski, H. Abramczyk, J. Mol. Struc. 2009, 924- 926, 338. IF:1,611
• 7. H. Abramczyk, B. Brozek-Pluska, J. Surmacki, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, Journal of Biophysical Chemistry, 2011, 2, 158. IF:0
• 8. A. Jarota, B. Brozek-Pluska, W. Czajkowski, H. Abramczyk, J. Phys. Chem C 2011, 115 (50) 24920. IF:4,524
• 9. B. Brozek-Pluska, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, H. Abramczyk, J. Med. Chem. 2011, 54, 3386. IF: 5,207
• 10. H. Abramczyk, B. Brożek-Płuska, J. Surmacki, J Jabłońska-Gajewicz, R. Kordek, Prog. Biophys. Mol. Biol. 2012, 108, 74. IF:4,539
• 11. B. Brozek-Pluska, A. Jarota, J. Jablonska-Gajewicz, R. Kordek, W.Czajkowski, H. Abramczyk, TCRT, 2012, 4, 317. IF: 2,020
• 12. B. Brozek-Pluska, J. Musial, R. Kordek, E. Bailo, T. Dieing, H. Abramczyk, Analyst 2012, 137 (16), 3773. IF: 4,230
• 13. H. Abramczyk, B. Brozek-Pluska, E. Freysz, M. Tondusson, J. Phys. Chem. C 2013, 117, 4999. IF: 4,524