Biologiczna kontrola Rhizoctonia solani AG 2-2IIIB przez metabolity Bacillus subtilis

• Autorzy: Nagrodzka K. , Moliszewska E. , Grata K. , Nabrdalik M.

Identyfikatory

DOI

10.2429/proc.2016.10(1)081

Warianty tytułu

EN

Biological control of Rhizoctonia solani AG 2-2IIIB by Bacillus subtilis metabolites

• Konferencja: ECOpole’16 Conference (5-8.10.2016, Zakopane, Poland)
• Języki publikacji: PL

Abstrakty

PL

Celem doświadczenia było określenie aktywności metabolitów produkowanych przez bakteryjny szczep Bacillus subtilis wobec izolatu Rhizoctonia solani należącego do grupy AG 2-2IIIB. Antagonistyczne właściwości metabolitów B. subtilis były oceniane w kulturach płytkowych na podłożu Czapka po 6, 24 i 48 godzinach hodowli w temperaturze 30 i 37ºC. Wpływ metabolitów wytwarzanych przez B. subtilis na wzrost R. solani AG 2-2IIIB przedstawiono w postaci współczynnika tempa wzrostu liniowego grzyba. Uzyskane wyniki wykazały, że na fungistatyczną aktywność metabolitów B. subtilis wobec R. solani AG 2-2IIIB wpływa zarówno czas, jak i temperatura inkubacji bakterii. Wzrost grzybni był najmocniej hamowany przez metabolity uzyskane po 6-godzinnej hodowli w temp. 37ºC.

EN

The aim of the experiment was to determine the activity of metabolites produced by bacteria Bacillus subtilis Kg against fungus isolate of Rhizoctonia solani ID 105 belonging to the anastomosis group AG 2-2IIIB. The antagonist properties of B. subtilis Kg metabolites were evaluated with a culture-plate method on Czapek growth media for B. subtilis Kg cultures after 6, 24 and 48 hours of culture at temp. 30 and 37°C. The impact of B. subtilis Kg metabolites on the growth of R. solani AG 2-2IIIB was shown as a growth rate index of the fungus. The results showed that on the fungistatic activity of the metabolites of B. subtilis against R. solani AG 2-2IIIB affects both the time and temperature of the bacterial culture. Mycelial growth was most strongly inhibited by the metabolites obtained after 6 hours cultivation at 37°C.

Słowa kluczowe

PL

Bacillus subtilis; Rhizoctonia solani; aktywność fungistatyczna; kontrola biologiczna

EN

Bacillus subtilis; Rhizoctonia solani; fungistatic activity; biological control

• Wydawca: Towarzystwo Chemii i Inżynierii Ekologicznej
• Czasopismo: Proceedings of ECOpole
• Rocznik: 2016
• Tom: Vol. 10, No. 2
• Strony: 741--748
• Opis fizyczny: Bibliogr. 23 poz., wykr., tab.

Twórcy

autor

Nagrodzka K.

• Samodzielna Katedra Biotechnologii i Biologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul. kard. B. Kominka 6, 45-032 Opole, tel. [phone]

autor

Moliszewska E.

• Samodzielna Katedra Biotechnologii i Biologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul. kard. B. Kominka 6, 45-032 Opole, tel. [phone]

autor

Grata K.

• Samodzielna Katedra Biotechnologii i Biologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul. kard. B. Kominka 6, 45-032 Opole, tel. [phone]

autor

Nabrdalik M.

• Samodzielna Katedra Biotechnologii i Biologii Molekularnej, Uniwersytet Opolski, ul. kard. B. Kominka 6, 45-032 Opole, tel. [phone]

Bibliografia

• [1] Anderson NA. The genetics and pathology of Rhizoctonia solani. Annu Rev Phytopathol. 1982;20:329-47.
• [2] Salazar O, Julian MC, Hyakumachi M, Rubio V. Phylogenetic grouping of cultural types of Rhizoctonia solani AG 2-2 based on ribosomal ITS sequences. Mycologia. 2000;92(3):505-9. DOI: 10.2307/3761509.
• [3] Stępniewska-Jarosz S, Mańka M, Asiegbu FO. Studies on anastomosis groups of Rhizoctonia solani isolates causing disease in two forest nurseries in Poland. Forest Pathology. 2006;36:97-109. DOI: 10.1111/j.1439-0329.2006.00439.x.
• [4] Mordue JEM, Banniza S, Bridge PD, Rutherford MA, Holderness M. Integrated biochemical, cultural and numerical methods. W: Sneh B, Jabaji-Hare S, Neate S, Dijst G, redaktor. Rhizoctonia Species: Taxonomy, Molecular Biology, Ecology, Pathology and Disease Control. Dordrecht, Netherlands: Kluwer Academic Publishers; 1996.
• [5] Wibberg D, Andersson L, Tzelepis G, Rupp O, Blom J, Jelonek L, Pühler A, et al. Genome analysis of the sugar beet pathogen Rhizoctonia solani AG2-2IIIB revealed high numbers in secretes protein and cell wall degrading enzymes. BMC Genomics. 2016;17:245. DOI 10.1186/s12864-016-2561-1.
• [6] Ogoshi A. Ecology and pathogenicity of anastomosis and intraspecific groups of Rhizoctonia solani. Annu Rev Phytopathol. 1987;25:125-43. DOI: 10.1146/annurev.py.25.090187.001013.
• [7] Panella LW. Pathogenicity of different anastomosis groups and sub groups of Rhizoctonia solani on sugar beet. 33rd Biennial Meeting of American Society of Sugarbeet Technolist. Blackwell 2005.
• [8] Strausbaugh C., Eujayl IA, Panella LW, Hanson LE. Virulence, distribution and diversity of Rhizoctonia solani from sugar beet in Idaho and Oregon. Canadian J Plant Pathology. 2011;33(2):210-26. DOI: 10.1080/07060661.2011.558523.
• [9] Buddemeyer J, Pfahler B, Petersen J, Marlander B. Genetic variation in susceptibility of maize to Rhizoctonia solani (AG 2-2IIIB) symptoms and damage under field conditions in Germany. Zeitschrift fur Pflanzenkrankheiten und Pflanzenschutz. 2004;111(6):521-533. http://www.jstor.org/stable/43215609.
• [10] Pal KK, McSpadden Gardener B. Biological control of plant pathogens. The Plant Health Instructor. 2006. DOI: 10.1094/PHI-A-2006-1117-02.
• [11] Weller D. Biological control of soilborne plant pathogens in the rhizosphere with bacteria. Ann Rev Phytopathol. 1988;26:379-407. DOI: 10.1146/annurev.py.26.090188.002115.
• [12] Virgen-Calleros G, Olalde-Portugal V, Carling DE. Anastomosis Groups of Rhizoctonia solani on potato in central Mexico and potential for biological and chemical control. Amer J Potato Res. 2000;77:219-224. DOI: 10.1007/BF02855789.
• [13] Moyne AL, Shelby R, Cleveland TE, Tuzun S. Bacillomycin D: An iturin with antifungal activity against Aspergillus flavus. J Appl Microbiol. 2001;90:622-629. DOI: 10.1046/j.1365-2672.2001.01290.x.
• [14] Koumoutsi A, Chen XH, Henne A, Liesegang H, Gabriele H, Franke P, et al. Structural and functional characterization of gene clusters directing nonribosomal synthesis of bioactive lipopeptides in Bacillus amyloliquefaciens strain FZB42. J Bact. 2004;186:1084-1096. DOI: 10.1128/JB.186.4.1084-1096.2004.
• [15] Wilhite SE, Lunsden RD, Strancy DC. Peptide synthetase gene in Trichoderma virens. Appl Environ Microbiol. 2001;67:5055-5062. DOI: 10.1128/AEM.67.11.5055-5062.2001.
• [16] Paulitz TC, Belanger RR. Biological control in greenhouse systems. Annu Rev Phytopathol. 2001;39:103-133. DOI: 10.1146/annurev.phyto.39.1.103.
• [17] Kloepper JW, Ryu CM, Zhang S. Induce systemic resistance and promotion of plant growth by Bacillus spp. Phytopathology. 2004;94:1259-1266. DOI: 10.1094/PHYTO.2004.94.11.1259.
• [18] Homma Y, Kato Z, Hirayama F, Konno K, Shiraham H, Suzui T. Production of antibiotics by Pseudomonas cepacia as an agent for biological control of soilborne plant pathogens. Soil Biol Biochem. 1989;21:723-728. DOI: 10.1016/0038-0717(89)90070-9.
• [19] Burgieł ZJ. Wpływ niektórych herbicydów na występowanie i rozwój patogenów powodujących choroby podsuszkowe pszenicy ozimej. Cz. II, Rozwój patogenów. Acta Agrobotanica et Silvestria, Seria Agr. 1984;23:187-196.
• [20] Kowalik R, Krechniak E. Szczegółowa metodyka biologicznych i laboratoryjnych badań środków grzybobójczych. Materiały do metodyki badań biologicznej oceny środków ochrony roślin. Poznań: IOR; 1961.
• [21] Moliszewska EB. Aspects of decrease of some soil pathogens of sugar beet by Bacillus subtilis and Streptomycetes. Proc ECOpole. 2011;5(2):401-406. http://tchie.uni.opole.pl/PECO11_2/PECO_2011_2p1.pdf.
• [22] Stępniewska S, Mańka M. Biotic relations between Rhizoctonia solani (damping-off pathogen) and soil fungal communities from forest nursery. Plant Protect Sci. 2002;38(Special Issue 1):235-238.
• [23] Nabrdalik M, Grata K. Antifungal activity of bacterial species Pseudomonas. Proc ECOpole. 2011;5(2):407-412. DOI: 10.2429/proc.2012.6(2)073.