Alleviation of Zinnia elegans Jacq. seed deterioration using hydrogen peroxide and organic acids

• Autorzy: Szopińska D.

Identyfikatory

DOI

10.2478/eces-2014-0024

Warianty tytułu

PL

Ograniczenie negatywnych efektów starzenia nasion Zinnia elegans Jacq. poprzez traktowanie nadtlenkiem wodoru i kwasami organicznymi

• Języki publikacji: EN

Abstrakty

EN

The decrease of seed quality during storage is strongly associated with damage caused by free radicals. Some compounds of natural origin, known due to their antioxidative and antifungal properties, may be potentially used in organic production for seed treatment as an alternative to pesticides. The aim of the experiment was to study an ability of hydrogen peroxide and organic acid to improve germination, vigour and health of non-deteriorated and deteriorated zinnia seeds. Two seed samples, cv. Illumination and Orys, varying in initial infestation with fungi were tested. For deterioration seeds were kept at 30°C and 80% RH for 30 days. Seed quality tests were performed before and after deterioration for controls and seeds soaked in 3.0% hydrogen peroxide solution and in 1.0 and 5.0% solutions of ascorbic and lactic acids for 10, 30 and 60 min. The controls were untreated seeds, seeds soaked in 0.2% solution of Kaptan zawiesinowy 50 WP for 30 min and seeds soaked in distilled water for 10, 30 and 60 min. Treating zinnia seeds with organic acids more significantly affected seed germination and health after deterioration than before, and improvement of germination capacity was usually correlated with decrease of the percentage of abnormal diseased seedlings. Deterioration had no influence on mean germination time, whereas in particular cases treating seeds with hydrogen peroxide and organic acids negatively affected this parameter. After deterioration regardless of treatment increased number of seeds free from fungi. Lactic acid followed by hydrogen peroxide and ascorbic acid effectively limited growth of A. alternata, A. zinnia and Fusarium spp. on zinnia seeds, however at higher concentration negatively affected seed germination and vigour. Moreover, treating seeds with hydrogen peroxide and organic acids many a time increased seeds infestation with B. cinerea.

PL

Pogorszenie jakości nasion podczas przechowywania jest ściśle związane z powstawaniem wolnych rodników. Niektóre związki o naturalnym pochodzeniu, znane ze swych właściwości antyoksydacyjnych i antygrzybowych, można potencjalnie wykorzystać do traktowania nasion w produkcji organicznej jako alternatywę dla pestycydów. Celem doświadczenia było określenie zdolności nadtlenku wodoru i kwasów organicznych do poprawy kiełkowania, wigoru i zdrowotności nasion cynii przed starzeniem i po starzeniu. Badano dwie próbki nasion cynii, odm. Illumination i Orys, różniące się wyjściowym zasiedleniem przez grzyby. W celu starzenia przetrzymywano nasiona przez 30 dni w temperaturze 30°C i w warunkach 80% wilgotności względnej powietrza. Testy określające jakość nasion przeprowadzono przed i po starzeniu dla kontroli oraz nasion moczonych przez odpowiednio 10, 30 i 60 min w 3,0% roztworze nadtlenku wodoru oraz 1,0 i 5,0% roztworach kwasów askorbinowego i mlekowego. Kontrole stanowiły nasiona nietraktowane, nasiona moczone w 0,2% roztworze preparatu Kaptan zawiesinowy 50 WP przez 30 min oraz nasiona moczone w wodzie destylowanej przez odpowiednio 10, 30 i 60 min. Traktowanie nasion kwasami organicznymi w większym stopniu wpływało na nasiona po starzeniu niż przed, a poprawa zdolności kiełkowania związana była na ogół ze zmniejszeniem liczby kiełków anormalnych chorych. Starzenie nie miało wpływu na średni czas kiełkowania nasion, jakkolwiek w poszczególnych przypadkach traktowanie nasion nadtlenkiem wodoru i kwasami organicznymi niekorzystnie wpływało na ten parametr. Po starzeniu, bez względu na traktowanie, wzrastała liczba nasion wolnych od grzybów. Kwas mlekowy, a następnie nadtlenek wodoru i kwas askorbinowy efektywnie ograniczały wzrost A. alternata, A. zinnia i Fusarium spp. na nasionach cynii, jednak 5% kwas mlekowy zastosowany dłużej niż 30 min negatywnie wpływał na kiełkowanie i wigor nasion. Traktowanie nasion nadtlenkiem wodoru i kwasami organicznymi niejednokrotnie zwiększało zasiedlenie nasion przez B. cinerea.

Słowa kluczowe

EN

ascorbic acid; lactic acid; hydrogen peroxide; seed deterioration; zinnia

PL

kwas askorbinowy; kwas mlekowy; nadtlenek wodoru; starzenie nasion; cynia

• Wydawca: Towarzystwo Chemii i Inżynierii Ekologicznej
• Czasopismo: Ecological Chemistry and Engineering. S
• Rocznik: 2014
• Tom: Vol. 21, nr 2
• Strony: 309--326
• Opis fizyczny: Bibliogr. 42 poz., tab.

Twórcy

autor

Szopińska D.

• Department of Phytopathology, Seed Science and Technology, Poznan University of Life Sciences, Baranowo, ul. Szamotulska 28, 62-081 Przeźmierowo, Poland

Bibliografia

• [1] Kiecana I, Mielniczuk E. Acta Sci Pol, Hortorum Cultus. 2010;9(3):147-160. http://wydawnictwo.up.lublin.pl/acta/hortorum_cultus/2010/acta_hort_9(3)_art_13.pdf.
• [2] Gompert L, Windham M, Hamilton S. HortTechnology. 2001;11:71-74. http://horttech.ashspublications.org/content/11/1/71.full.pdf+html.
• [3] Szopińska D, Tylkowska S. Phytopathologia 2009;54:33-44. http://www.au.poznan.pl/ptfit/pdf/P54/P54_04.pdf.
• [4] Szopińska D, Tylkowska K, Deng ChJ, Gao Y. Seed Sci Technol. 2012;40:32-42. http://www.ingentaconnect.com/content/ista/sst/2012/00000040/00000001/art00004.
• [5] Wu WS, Yang YH. Plant Pathol Bull. 1992;1:115-123.
• [6] Szopińska D. Folia Hort. 2014;26(1):19-29. DOI: 10.2478/fhort-2014-0002.
• [7] Groot SPC, van der Wolf JM, Jalink H, Langerak CJ, van den Bulk RW. Seed Testing International. 2004;127:12-15. https://www.seedtest.org/upload/cms/user/STI127April2004.pdf.
• [8] Gallagher RS, Fuerst EP. The ecophysiological basis of weed seed longevity in the soil. In: Basra AS, editor. Handbook of Seed Science and Technology. New York, London, Oxford: Food Products Press an Imprint of The Haworth Press, Inc.; 2006:521-557.
• [9] Arrigoni O, De Tullio MC. Biochim Biophys Acta. 2002;1569:1-9. DOI: 10.1016/S0304-4165(01)00235-5.
• [10] Molan PC. Bee World. 1992;73(1):5-28. http://hdl.handle.net/10289/2094.
• [11] Van der Wolf JM, Birnbaum Y, van der Zouwen PS, Groot SPC. Seed Sci Technol. 2008;36:76-88. http://www.ingentaconnect.com/content/ista/sst/2008/00000036/00000001/art00008.
• [12] Ricke SC. Poult Sci. 2003;82(4):632-639. DOI: 10.1093/ps/82.4.632.
• [13] Laitila A, Alakomi H-L, Raaska L, Mattila-Sandholm T, Haikara A. J Appl Microbiol. 2002;93(4):566-576. DOI: 10.1046/j.1365-2672.2002.01731.x.
• [14] Magnusson J, Ström K, Roos S, Sjögren J, Schnürer J. FEMS Microbiol Lett. 2003;219:129-135. DOI: 10.1016/S0378-1097(02)01207-7.
• [15] Muynck C, Leroy AIJ, De Maeseneire S, Arnaut F, Soetaert W, Vandamme EJ. Microbiol Res. 2004;159(4):339-346. DOI: 10.1016/j.micres.2004.07.002.
• [16] Sathe SJ, Nawani NN, Dhakephalkar PK, Kapadnis BP. J Appl Microbiol. 2007;103:2622-2628. DOI: 10.1111/j.1365-2672.2007.03525.x.
• [17] Rouse S, Harnett D, Vaughan A, van Sinderen D. J Appl Microbiol. 2008;104:915-923. DOI: 10.1111/j.1365-2672.2007.03619.x.
• [18] Voulgari K, Hatzikamari M, Delepoglou A, Georgakopoulos P, Litopoulou-Tzanetaki E, Tzanetakis N. Food Control 2010;21(2):136-142. DOI: 10.1016/j.foodcont.2009.04.007.
• [19] Ström K, Schnürer J, Melin P. FEMS Microbiol Lett. 2005;246:119-124. DOI: 10.1016/j.femsle.2005.03.047.
• [20] Lin MY, Yen ChL. J Agric Food Chem. 1999;47:1460-1466.
• [21] Smilanick JL, Goates BJ, Denis-Arrue R, Simmons GF, Peterson GL, Henson DJ, et al. Plant Dis. 1994;78:861-865. DOI: 10.1094/PD-78-0861.
• [22] Klein JD, Wood LA, Geneve RL. Acta Hort (ISHS). 2008;782:93-98. http://www.actahort.org/books/782/782_8.htm.
• [23] Naredo MEB, Juliano AB, Lu BR, de Guzman F, Jackson MT. Seed Sci Technol. 1998;26:675-689.
• [24] Sasaki K, Kishitani S, Abe F, Sato T. Plant Prod Sci. 2005;8(5):509-514. DOI: 10.1626/pps.8.509.
• [25] Duval JR, NeSmith DS. HortScience. 2000;35(1):85-86. http://hortsci.ashspublications.org/content/35/1/85.short.
• [26] Jaskani MJ, Kwon SW, Kim DH, Abbas H. Pak J Bot. 2006;38(1):89-98. http://www.pakbs.org/pjbot/PDFs/38(1)/PJB38(1)089.pdf.
• [27] Chien CT, Lin TP. Seed Sci Technol. 1994;22:231-236.
• [28] Conner PJ. HortScience. 2008;43(3):853-856. http://hortsci.ashspublications.org/content/43/3/853.full.
• [29] Ogawa K, Iwabuchi M. Plant Cell Physiol. 2001;42(3):286-291. DOI: 10.1093/pcp/pce032.
• [30] Aharoni Y, Copel A, Fallik E. Ann Appl Biol. 1994;125:189-193. DOI: 10.1111/j.1744-7348.1994.tb04960.x.
• [31] Fallik E, Aharoni Y, Grinberg S, Copel A, Klein JD. Crop Prot. 1994;13(6):451-454. DOI: 10.1016/0261-2194(94)90094-9.
• [32] Sapers GM, Sites JE. J Food Sci. 2003;68(5):1793-1797. DOI: 10.1111/j.1365-2621.2003.tb12331.x.
• [33] International Rules for Seed Testing. Switzerland, Bassersdorf: International Seed Testing Association; 2006.
• [34] Jalink H, van der Schoor R. SeedCalculator 2.1. License number: 100200122. The Netherlands, Wageningen: Plant Res Int.; 1999.
• [35] Mathur SB, Kongsdal O. Common laboratory seed health testing methods for detecting fungi. Switzerland, Bassersdorf: International Seed Testing Association; 2003.
• [36] Maude RB. Seedborne diseases and their control. Principles & Practice. UK, Wallingford: CAB International; 1996.
• [37] Lang MM, Ingham BH, Ingham SC. Int J Food Microbiol. 2000;58:73-82. DOI: 10.1016/S0168-1605(00)00297-X.
• [38] Peng M, Kuc J. Phytopathology. 1992;82:696-699. http://www.apsnet.org/publications/phytopathology/backissues/Documents/1992Articles/Phyto82n06_696.PDF.
• [39] Elad Y. Plant Pathol. 1992;41(4):417-426. DOI: 10.1111/j.1365-3059.1992.tb02436.x.
• [40] Tiedemann A. Physiol Mol Plant Pathol. 1997;50(3):151-166. DOI: 10.1006/pmpp/1996.0076.
• [41] Kars I, Krooshof GH, Wagemakers L, Joosten R, Benen JAE, van Kan JAL. The Plant Journal 2005;43:213-225. DOI: 10.1111/j.1365-313X.2005.02436.x.
• [42] Loewus FA. Phytochem. 1999;52:193-210. DOI: 10.1016/S0031-9422(99)00145-4.