Krótkoczasowa ekspozycja glonów słodkowodnych na organiczne związki ołowiu – nieinwazyjne badania elektryczne i luminescencyjne

Borc, R.; Jaśkowska, A.; Dudziak, A.

doi:10.12912/23920629/65480

Artykuł - szczegóły

Tytuł artykułu

Krótkoczasowa ekspozycja glonów słodkowodnych na organiczne związki ołowiu – nieinwazyjne badania elektryczne i luminescencyjne

Autorzy

Borc R. , Jaśkowska A. , Dudziak A.

Treść / Zawartość

Pełne teksty:

Pobierz

Identyfikatory

DOI

10.12912/23920629/65480

Warianty tytułu

Short-term exposure of freshwater algae to lead organic compounds studied with non-invasive electrical and luminescent methods

Języki publikacji

Abstrakty

W pracy zastosowano dwie różne biofizyczne metody badawcze celem sprawdzenia czy są one dostatecznie czułe na wykrywanie absorpcji jonów metali ciężkich przez makrofity wodne (makroalgi Nitellopsis obtusa) w krótkim czasie po ich ekspozycji na działanie tych jonów. Obie techniki pomiarowe są całkowicie nieinwazyjne, dzięki czemu można je stosować in vivo. Pierwsza z tych technik to monitorowanie parametrów elektrycznych roślin za pomocą zmiennoprądowego mostka elektrycznego przy użyciu czterech elektrod zewnętrznych w roztworze (dwóch napięciowych i dwóch prądowych). Druga technika pomiarowa polega na rejestracji ultrasłabego (niewidzialnego gołym okiem) promieniowania elektromagnetycznego (UWL) z tych roślin w zakresie od bliskiego ultrafioletu poprzez przedział widzialny do bliskiej podczerwieni. Do badań testowych użyto dwóch organicznych związków ołowiu, tj. octanu ołowiu i chlorotrimetyloołowiu. Zmiany wartości parametrów elektrycznych jak i natężenia emisji fotonowej roślin świadczyły o poborze ołowiu przez rośliny z zanieczyszczonego środowiska. Możliwa była ocena czasu, po którym występowała absorpcja ołowiu powodująca zmiany w komórkach roślinnych na poziomie błon komórkowych, jak i oszacowanie tego poboru, który zależał od zastosowanego stężenia organicznych związków ołowiu. Wyniki badań pokazały interesującą zależność, a mianowicie, dla małych stężeń organicznych związków ołowiu w środowisku, tj. poniżej 1 mM, w czasie 5-cio godzinnej ekspozycji roślin na ich działanie, widoczne były wyraźne zmiany parametrów elektrycznych komórek roślinnych, podczas gdy ultrasłaba luminescencja tych roślin pozostawała na stałym poziomie. Przykładowo dla octanu ołowiu, potencjał spoczynkowy błony komórkowej w zakresie stężeń 0–100 mM zmieniał się od -140 mV do -175 mV, a rezystancja błony wzrastała 1,5 razy w stosunku do wartości wyjściowej dla stężeń od 12 do 50 mM. Dla stężeń związków ołowiu powyżej 1 mM, metoda elektryczna okazywała się mało przydatna, gdyż pojedyncze komórki ulegały szybkiemu załamywaniu się w trakcie pomiarów. Intensywność ultrasłabego „świecenia” roślin dla wyższych stężeń octanu ołowiu dochodzących do 10 mM wzrastała gwałtownie (nawet czterokrotnie) w okresie pierwszych 20 minut ekspozycji. Natomiast dla chlorotrimetyloołowiu efekt wzrostu UWL był bardzo łagodny i następował dopiero po około 40 minutach od momentu ekspozycji. Tak duże stężenia związków organicznych ołowiu w środowisku są czynnikiem wywołującym szok, stres organizmów roślinnych. Związany jest on najprawdopodobniej z gwałtowną erupcją wolnych rodników prowadzącą do peroksydacji lipidów i nieodwracalnymi zmianami letalnymi, jak sugeruje wielu autorów w literaturze naukowej. Szczegółowe badania biochemiczne w tym zakresie mogłyby pomóc w rozstrzygnięciu tego problemu.

In this paper the non-invasive biophysical methods were applied to assess the organic lead compounds absorption by freshwater algae Nitellopsis obtusa. Two biophysical techniques were used: the electrical method AC bridge with four external electrodes and the luminescent with the registration of ultraweak photon radiation emitted by plants. They allow to study the electrical and luminescent cell membrane properties. Research was performed with the lead acetate and trimethyllead chloride to verify whether algae cells were able to absorb Pb ions from water medium contaminated by these compounds. When the concentration of lead acetate solution increased up to 0–100 mM the membrane resting potential changed from -140 mV to -175 mV. On the other hand, the electrical resistance of cell membrane (for 12–50 mM) increased with exposure time exceeding its starting value up to 1.5 times. In contrast to these electrical changes, the intensity of ultraweak luminescence was constant at concentrations below 1 mM lead acetate. These results with comparison of literature data can suggest that there was no lipid peroxidation in cell membranes for such organic lead compound concentrations. Chemiluminescent responses of algae were observed in the first 5 hours of experiments for lead concentration higher than 1mM. The luminescence intensity increased immediately for both reagents, but no more than 4 times for concentrations of 1–10 mM lead acetate. For tetramethyl-lead chloride, the luminescence intensity started to increase slowly about 40 minutes after injection. These results with comparison of literature data may suggest lipid peroxidation in cell membrane for higher, toxic lead concentrations. It means that higher concentrations of lead can trigger lethal processes in the living cells. We conclude that the return of the electrical and chemiluminescent plant parameters to the starting values (before the action of lead ions) can indicate whether living cells are able to cope with detoxifying from heavy metals and whether they can survive when exposed to certain concentration of lead compounds. Algae of Nitellopsis obtusa in the first stage of exposure (5 hours) are able to accumulate organic compounds of lead without essential perturbations only up to specified concentrations (for example 1 mM of lead acetate). For higher lead content, an increase of ultraweak luminescence occurred which was probably associated with free radical productions and lipid peroxidation, as many researchers suggested.

Słowa kluczowe

ultrasłaba luminescencja chemiluminescencja Nitellopsis obtusa ołów organiczny opór błonowy spoczynkowy

ultraweak luminescence chemiluminescence Nitellopsis obtusa organic lead membrane resistance resting potential

Wydawca

Polskie Towarzystwo Inżynierii Ekologicznej

Czasopismo

Inżynieria Ekologiczna

Rocznik

2016

Tom

Nr 50

Strony

26--35

Opis fizyczny

Bibliogr. 34 poz., rys.

Twórcy

autor

Borc R.

Wydział Elektrotechniki i Informatyki, Politechnika Lubelska, ul. Nadbystrzycka 36, 20-618 Lublin

autor

Jaśkowska A.

Wydział Elektrotechniki i Informatyki, Politechnika Lubelska, ul. Nadbystrzycka 36, 20-618 Lublin

autor

Dudziak A.

Wydział Elektrotechniki i Informatyki, Politechnika Lubelska, ul. Nadbystrzycka 36, 20-618 Lublin

Bibliografia

1. Ahmady-Asbchin, S., Andres, Y., Gerente, C., Le Cloiree, P. 2008. Biosorption of Cu(II) from aqueous solution by Fucus serratus: surface characterization and sorption mechanisms. Bioresource Technol., 99, 6150–6155.
2. Cifra, M. & Pospíšil, P. 2014. Ultra-weak photon emission from biological samples: definition, mechanisms, properties, detection and applications. J. Photochem. Photobiol. B: Biology, 139, 2–10.
3. Davis, T.A., Volesky, B., Mucci, A.A. 2003. A review of the biochemistry of heavy metal biosorption by brown algae. Water Res., 37, 4311–4330.
4. Gędziorowska, D. 1983. Izolacja bałtyckich glonów jednokomórkowych i uzyskanie kultur aksenicznych dla badań fizjologiczno-biochemicznych. Studia i Materiały Oceanologiczne PAN, 41, 222–226.
5. Gokhale, S.V., Jyoti, K.K., Lele, S.S. 2008. Kinetic and equilibrium modeling of chromium (VI) biosorption on fresh and spent Spirulina platensis / Chlorella vulgaris biomass. Bioresource Technol., 99, 3600–3608.
6. Gomes, P.I.A. & Aseada, T. 2010. Charophytes as a hyperaccumulator of heavy metals: role of calcification and applicability in restoration of polluted water bodies. Rep. Res. Edu. Ctr. Inlandwat. Environ., 6, 73–81.
7. Gramigni, E., Tadini-Buoninsegni, F., Bartolommei, G., Santini, G., Chelazzi, G., Moncelli, M.R. 2009. Inhibitory Effect of Pb2+ on the Transport Cycle of the Na+,K+-ATPase. Chem. Res. Toxicol., 22(10), 1699–1704.
8. Gruca-Królikowska, S. & Wacławek, W. 2006. Metale w środowisku, Część II Wpływ metali ciężkich na rośliny. Chemia, Dydaktyka, Ekologia, Metrologia, 11(1–2), 41–55.
9. Gupta, D.K., Corpas, F.J., Palma, J.M. 2013b. Lead and oxidative stress (In: Heavy metal stress in plant, Eds: D.K. Gupta, F.J. Corpas, J.M. Palma) – Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg, pp. 121–148.
10. Gupta, D.K., Huang, H.G., Corpas, F.J. 2013a. Lead tolerance in plants: strategies for phytoremediation. Environ. Sci. Pollut. Res., 20, 2150–2161.
11. Jaśkowska, A., Borc, R., Dudziak, A., Milczarek, I., Śpiewla, E. 2001. Kinetics studies of ultraweak luminescence induced by ascorbic acid in Characeae cells and their structures. Luminescence, 16, 51–56.
12. Kłos, A. & Rajfur, M. 2013. Influence of hydrogen cations on kinetics and equilibria of heavy metal sorption by algae – sorption of copper cations by the alga Palmaria palmate (Linnaeus) Weber & Mohr (Rhodophyta). J. Appl. Phycol., 25, 1387–1394.
13. Kurtyka, R., Burdach, Z., Karcz, W. 2011. Effect of cadmium and lead on the membrane potential and photoelectric reaction of Nitellopsis obtusa cells. Gen. Physiol. Biophys., 30, 52–58.
14. Llamas, A., Ullrich, C.I., Sanz, A. 2008. Ni2+ toxicity in rice: effect on membrane functionality and plant water content. Plant Physiol. Biochem., 46(10), 905–910.
15. Manusadzianas, L., Maksimov, G., Darginaviciene, J., Jurkoniene, S., Sadauskas, K., Vitkus, R. 2002. Response of the charophyte Nitellopsis obtusa to heavy metals at the cellular, cell membrane, and enzyme levels. Environ. Toxicol., 17(3), 275–283.
16. Marchlewicz, M., Michalska, T., Wiszniewska, B. 2004. Detection of lead-induced oxidative stress in the rat epididymis by chemiluminescence. Chemosphere, 57(10), 1553–1562.
17. Matos, M.G.N., Diniz, V.G., Abreu, C.A.M, Knoechelmann, A., Silva, V.L. 2009. Bioadsorption and ion exchange of Cr3+ and Pb2+ solution with algae. Adsorption, 15, 75–80.
18. Miśkiewicz, J., Trela, Z., Przestalski, S., Karcz, W. 2010. Superstatistics analysis of the ion current distribution function: Met3PbCl influence study. Eur. Biophys. J., 39, 1397–1406.
19. Pawłowski, L. 2011. Sustainability and Global Role of Heavy Metals. Problems of Sustainable Development, 6, 59–64,.
20. Pełechaty, M. & Pukacz, A. 2008. Klucz do oznaczania gatunków ramienic (Characeae) w rzekach i jeziorach. Biblioteka Monitoringu Środowiska. Warszawa, 1–80.
21. Pinto, E., Sigaud-Kutner, T.C.S., Leitão, M.A.S., Okamoto, O.K., Morse, D., Colepicolo, P. 2003. Heavy metal–induced oxidative stress in algae. J. Phycol., 39(6), 1008–1018.
22. Pospíšil, P., Prasad, A., Rac, M. 2014. Role of reactive oxygen species in ultra-weak photon emission in biological systems. J. Photochem. Photobiol. B: Biology, 139, 11–23.
23. Przestalski, S., Sarapuk, J., Kleszczyńska, H., Gabrielska, J., Hładyszowski, J., Trela, Z., Kuczera, J. 2000. Influence of amphiphilic compounds on membranes. Acta Biochim. Polon., 47, 627–638.
24. Richter, Ch. 1987. Biophysical consequences of lipid peroxidation in membranes. Chem. And Phys. of lipids, 44(2–4), 175–189.
25. Seregin, I.V. & Ivanov, V.B. 2001. Physiological aspects of cadmium and lead toxic effects on higher plants. Russ. J. Plant Physiol., 48(4), 523–544.
26. Shahid, M., Pourrut, B., Dumat, C., Nadeem, M., Aslam, M., Pinelli, E. 2014. Heavy-metal-induced reactive oxygen species: phytotoxicity and physicochemical changes in plants. Rev. Environ. Contam. Toxicol., 232, 1–4.
27. Sharma, P. & Dubey, R.S. 2005. Lead toxicity in plants. Braz. J. Plant Physiol., 17(1), 35–52.
28. Sławiński, J., Godlewski, M., Gumińska, M., Kędryna, T., Kwiecińska, T., Laszczka, A., Szczęśniak-Fabiańczyk, B., Wierzuchowska, D. 1998. Stress-induced peroxidation and ultraweak photon emission of spermatozoa cells. Curr. Top. Biophys., 22(sup.B), 195–203.
29. Sousa, C.A. & Soares, E.V. 2014. Mitochondria are the main source and one of the targets of Pb (lead)-induced oxidative stress in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Appl. Microbiol. Biotechnol., 98(11), 5153–5160.
30. Trela, Z., Burdach, Z., Przestalski, S., Karcz, W. 2012. Effect of trimethyllead chloride on slowly activating (SV) channels in red beet (Beta vulgaris L.) taproots. C R Biol., 335(12), 722–730.
31. Turrens, J.F. 1988. Low level chemiluminescence: a non invasive assay for determining lipid peroxidation. (In: Oxy-Radicals in molecular biology and pathology, Eds: Cerutti P.A., Fridovich I., McCord J.M) New York, 82, 473–477.
32. Welsh, R.P.H. & Denny, P. 1980. The uptake of lead and copper by submerged aquatic macrophytes in two English lakes. J. Ecol., 68(2), 443–445.
33. Wu, X., Hong, F., Liu, Ch., Su, M., Zheng, L., Gao, F., Yang, F. 2008. Effects of Pb2+ on energy distribution and photochemical activity of spinach chloroplast. Spectrochim. Acta Part A, 69(3), 738–742.
34. Żołnierczuk, R. 1971. Pomiar impedancji komórek Nitellopsis obtusa metodą elektrod zewnętrznych. Folia Soc. Sci. Lublinensis, C, 11, 53–71.

Uwagi

Opracowanie ze środków MNiSW w ramach umowy 812/P-DUN/2016 na działalność upowszechniającą naukę (zadania 2017)

Typ dokumentu

Bibliografia

Identyfikator YADDA

bwmeta1.element.baztech-08dfd534-dbbf-4b65-bde5-fd0ebbda0e18